The β-haemoglobinopathies, such as sickle cell disease and β-thalassaemia, are caused by mutations in the β-globin (HBB) gene and affect millions of people worldwide. Ex vivo gene correction in patient-derived haematopoietic stem cells followed by autologous transplantation could be used to cure β-haemoglobinopathies. Here we present a CRISPR/Cas9 gene-editing system that combines Cas9 ribonucleoproteins and adeno-associated viral vector delivery of a homologous donor to achieve homologous recombination at the HBB gene in haematopoietic stem cells. Notably, we devise an enrichment model to purify a population of haematopoietic stem and progenitor cells with more than 90% targeted integration. We also show efficient correction of the Glu6Val mutation responsible for sickle cell disease by using patient-derived stem and progenitor cells that, after differentiation into erythrocytes, express adult β-globin (HbA) messenger RNA, which confirms intact transcriptional regulation of edited HBB alleles. Collectively, these preclinical studies outline a CRISPR-based methodology for targeting haematopoietic stem cells by homologous recombination at the HBB locus to advance the development of next-generation therapies for β-haemoglobinopathies. These preclinical studies outline a CRISPR-based methodology for correcting β-globin gene mutations in haematopoietic stem cells to advance the development of next-generation therapies for β-haemoglobinopathies. Matthew Porteus and colleagues develop a method to improve gene editing for correction of β-haemoglobinopathies such as sickle cell disease and β-thalassaemia. By optimizing delivery and CRISPR-based homologous recombination gene correction, scaling the genome editing protocol, and including a reporter gene to enrich for edited cell populations, the authors can increase the number of corrected long-term haematopoietic stem cells ex vivo that can retain their functionality after transplantation. Initial testing suggests that this strategy could be further developed for clinical implementation.

The CRISPR–Cas9 system is a powerful tool for genome editing, which allows the precise modification of specific DNA sequences. Many efforts are underway to use the CRISPR–Cas9 system to therapeutically correct human genetic diseases1–6. The most widely used orthologs of Cas9 are derived from Staphylococcus aureus and Streptococcus pyogenes5,7. Given that these two bacterial species infect the human population at high frequencies8,9, we hypothesized that humans may harbor preexisting adaptive immune responses to the Cas9 orthologs derived from these bacterial species, SaCas9 (S. aureus) and SpCas9 (S. pyogenes). By probing human serum for the presence of anti-Cas9 antibodies using an enzyme-linked immunosorbent assay, we detected antibodies against both SaCas9 and SpCas9 in 78% and 58% of donors, respectively. We also found anti-SaCas9 T cells in 78% and anti-SpCas9 T cells in 67% of donors, which demonstrates a high prevalence of antigen-specific T cells against both orthologs. We confirmed that these T cells were Cas9-specific by demonstrating a Cas9-specific cytokine response following isolation, expansion, and antigen restimulation. Together, these data demonstrate that there are preexisting humoral and cell-mediated adaptive immune responses to Cas9 in humans, a finding that should be taken into account as the CRISPR–Cas9 system moves toward clinical trials. Cas9-specific antibodies and reactive T cells are found in the majority of healthy adult human serum samples analyzed. Such preexisting adaptive immunity should be taken into consideration as the CRISPR–Cas9 system moves toward clinical trials.

Accidental injury to the cardiac conduction system (CCS), a network of specialized cells embedded within the heart and indistinguishable from the surrounding heart muscle tissue, is a major complication in cardiac surgeries. Here, we addressed this unmet need by engineering targeted antibody-dye conjugates directed against the CCS, allowing for the visualization of the CCS in vivo following a single intravenous injection in mice. These optical imaging tools showed high sensitivity, specificity, and resolution, with no adverse effects on CCS function. Further, with the goal of creating a viable prototype for human use, we generated a fully human monoclonal Fab that similarly targets the CCS with high specificity. We demonstrate that, when conjugated to an alternative cargo, this Fab can also be used to modulate CCS biology in vivo, providing a proof of principle for targeted cardiac therapeutics. Finally, in performing differential gene expression analyses of the entire murine CCS at single-cell resolution, we uncovered and validated a suite of additional cell surface markers that can be used to molecularly target the distinct subcomponents of the CCS, each prone to distinct life-threatening arrhythmias. These findings lay the foundation for translational approaches targeting the CCS for visualization and therapy in cardiothoracic surgery, cardiac imaging, and arrhythmia management.

The CRISPR-Cas9 system has proven to be a powerful tool for genome editing allowing for the precise modification of specific DNA sequences within a cell. Many efforts are currently underway to use the CRISPR-Cas9 system for the therapeutic correction of human genetic diseases. The most widely used homologs of the Cas9 protein are derived from the bacteria Staphylococcus aureus (S. aureus) and Streptococcus pyogenes (S. pyogenes). Based on the fact that these two bacterial species cause infections in the human population at high frequencies, we looked for the presence of pre-existing adaptive immune responses to their respective Cas9 homologs, SaCas9 (S. aureus homolog of Cas9) and SpCas9 (S. pyogenes homolog of Cas9). To determine the presence of anti-Cas9 antibodies, we probed for the two homologs using human serum and were able to detect antibodies against both, with 79% of donors staining against SaCas9 and 65% of donors staining against SpCas9. Upon investigating the presence of antigen-specific T-cells against the two homologs in human peripheral blood, we found anti-SaCas9 T-cells in 46% of donors. Upon isolating, expanding, and conducting antigen re-stimulation experiments on several of these donors anti-SaCas9 T-cells, we observed a SaCas9-specific response confirming that these T-cells were antigen-specific. We were unable to detect antigen-specific T-cells against SpCas9, although the sensitivity of the assay precludes us from concluding that such T-cells do not exist. Together, this data demonstrates that there are pre-existing humoral and cell-mediated adaptive immune responses to Cas9 in humans, a factor which must be taken into account as the CRISPR-Cas9 system moves forward into clinical trials.

Gene correction in human long-term hematopoietic stem cells (LT-HSCs) could be an effective therapy for monogenic diseases of the blood and immune system. High frequencies of reproducible targeted integration of a wild-type cDNA into the endogenous start codon of a gene in LT-HSCs could provide a robust genome editing approach to cure genetic diseases in which patients have different mutations throughout the gene. We describe a clinically relevant method for correcting X-linked severe combined immunodeficiency (SCID-X1). By using a highly specific and active CRISPR/Cas9-AAV6 based strategy and selection-free approach, we achieve up to 20% genome integration frequencies in LT-HSCs of a full-length IL2RG cDNA at the endogenous start site as demonstrated by serial transplantation and analysis of genome edited human cells eight months following initial transplantation. In addition to high frequencies of functional gene correction in LT-HSCs we observed no evidence of abnormal hematopoiesis following transplantation, a functional measure of the lack of genotoxicity. Deep analysis of potential off-target activity detected two sites with low frequency (<0.3%) of off-target mutations. The level of off-target mutations was reduced to below the limit of detection using a high fidelity Cas9. Moreover, karyotype evaluation identified no genomic instability events. We achieved high levels of genome targeting frequencies (median 45%) in CD34+ HSPCs from six SCID-X1 patients and demonstrate rescue of lymphopoietic defect of patient derived cells both in vitro and in vivo. In sum, our study provides specificity, toxicity and efficacy data supportive of clinical development of genome editing to treat SCID-Xl.

Lysosomal enzyme deficiencies comprise a large group of genetic disorders that generally lack effective treatments. A potential treatment approach is to engineer the hematopoietic system to express high levels of the deficient enzyme, thereby correcting the biochemical defect and halting disease progression. Here, we present an efficient ex vivo genome editing approach using CRISPR/Cas9 that targets the lysosomal enzyme iduronidase to the CCR5 safe harbor locus in human CD34+ hematopoietic stem and progenitor cells. The modified cells secrete supra-endogenous enzyme levels, maintain long-term repopulation and multi-lineage differentiation potential, and can correct biochemical and phenotypic abnormalities in an immunocompromised mouse model of Mucopolysaccharidosis type I. Our studies provide support for the development of human, genome-edited CD34+ hematopoietic stem and progenitor cells for the treatment of a multi-systemic lysosomal storage disorder. Our safe harbor approach constitutes a flexible platform for the expression of lysosomal enzymes, exemplifying a potential new paradigm for the treatment of these diseases.