The SARS-CoV-2 spike (S) glycoprotein contains an immunodominant receptor-binding domain (RBD) targeted by most neutralizing antibodies (Abs) in COVID-19 patient plasma. Little is known about neutralizing Abs binding to epitopes outside the RBD and their contribution to protection. Here, we describe 41 human monoclonal Abs (mAbs) derived from memory B cells, which recognize the SARS-CoV-2 S N-terminal domain (NTD) and show that a subset of them neutralize SARS-CoV-2 ultrapotently. We define an antigenic map of the SARS-CoV-2 NTD and identify a supersite (designated site i) recognized by all known NTD-specific neutralizing mAbs. These mAbs inhibit cell-to-cell fusion, activate effector functions, and protect Syrian hamsters from SARS-CoV-2 challenge, albeit selecting escape mutants in some animals. Indeed, several SARS-CoV-2 variants, including the B.1.1.7, B.1.351, and P.1 lineages, harbor frequent mutations within the NTD supersite, suggesting ongoing selective pressure and the importance of NTD-specific neutralizing mAbs for protective immunity and vaccine design.

Neutralizing antibodies against the SARS-CoV-2 spike (S) protein are a goal of COVID-19 vaccines and have received emergency use authorization as therapeutics. However, viral escape mutants could compromise efficacy. To define immune-selected mutations in the S protein, we exposed a VSV-eGFP-SARS-CoV-2-S chimeric virus, in which the VSV glycoprotein is replaced with the S protein, to 19 neutralizing monoclonal antibodies (mAbs) against the receptor-binding domain (RBD) and generated 50 different escape mutants. Each mAb had a unique resistance profile, although many shared residues within an epitope of the RBD. Some variants (e.g., S477N) were resistant to neutralization by multiple mAbs, whereas others (e.g., E484K) escaped neutralization by convalescent sera. Additionally, sequential selection identified mutants that escape neutralization by antibody cocktails. Comparing these antibody-mediated mutations with sequence variation in circulating SARS-CoV-2 revealed substitutions that may attenuate neutralizing immune responses in some humans and thus warrant further investigation.

Antibodies are a principal determinant of immunity for most RNA viruses and have promise to reduce infection or disease during major epidemics. The novel coronavirus SARS-CoV-2 has caused a global pandemic with millions of infections and hundreds of thousands of deaths to date1,2. In response, we used a rapid antibody discovery platform to isolate hundreds of human monoclonal antibodies (mAbs) against the SARS-CoV-2 spike (S) protein. We stratify these mAbs into five major classes on the basis of their reactivity to subdomains of S protein as well as their cross-reactivity to SARS-CoV. Many of these mAbs inhibit infection of authentic SARS-CoV-2 virus, with most neutralizing mAbs recognizing the receptor-binding domain (RBD) of S. This work defines sites of vulnerability on SARS-CoV-2 S and demonstrates the speed and robustness of advanced antibody discovery platforms. A platform for rapid antibody discovery enabled the isolation of hundreds of human monoclonal antibodies against SARS-CoV-2 and the prioritization of potent antibody candidates for clinical trials in patients with COVID-19.

Antibody-based interventions against SARS-CoV-2 could limit morbidity, mortality, and possibly transmission. An anticipated correlate of such countermeasures is the level of neutralizing antibodies against the SARS-CoV-2 spike protein, which engages with host ACE2 receptor for entry. Using an infectious molecular clone of vesicular stomatitis virus (VSV) expressing eGFP as a marker of infection, we replaced the glycoprotein gene (G) with the spike protein of SARS-CoV-2 (VSV-eGFP-SARS-CoV-2) and developed a high-throughput-imaging-based neutralization assay at biosafety level 2. We also developed a focus-reduction neutralization test with a clinical isolate of SARS-CoV-2 at biosafety level 3. Comparing the neutralizing activities of various antibodies and ACE2-Fc soluble decoy protein in both assays revealed a high degree of concordance. These assays will help define correlates of protection for antibody-based countermeasures and vaccines against SARS-CoV-2. Additionally, replication-competent VSV-eGFP-SARS-CoV-2 provides a tool for testing inhibitors of SARS-CoV-2 mediated entry under reduced biosafety containment.

SARS-CoV-2 entry into host cells is orchestrated by the spike (S) glycoprotein that contains an immunodominant receptor-binding domain (RBD) targeted by the largest fraction of neutralizing antibodies (Abs) in COVID-19 patient plasma. Little is known about neutralizing Abs binding to epitopes outside the RBD and their contribution to protection. Here, we describe 41 human monoclonal Abs (mAbs) derived from memory B cells, which recognize the SARS-CoV-2 S N-terminal domain (NTD) and show that a subset of them neutralize SARS-CoV-2 ultrapotently. We define an antigenic map of the SARS-CoV-2 NTD and identify a supersite recognized by all known NTD-specific neutralizing mAbs. These mAbs inhibit cell-to-cell fusion, activate effector functions, and protect Syrian hamsters from SARS-CoV-2 challenge. SARS-CoV-2 variants, including the 501Y.V2 and B.1.1.7 lineages, harbor frequent mutations localized in the NTD supersite suggesting ongoing selective pressure and the importance of NTD-specific neutralizing mAbs to protective immunity.

ABSTRACT Antibody-based interventions against SARS-CoV-2 could limit morbidity, mortality, and possibly disrupt epidemic transmission. An anticipated correlate of such countermeasures is the level of neutralizing antibodies against the SARS-CoV-2 spike protein, yet there is no consensus as to which assay should be used for such measurements. Using an infectious molecular clone of vesicular stomatitis virus (VSV) that expresses eGFP as a marker of infection, we replaced the glycoprotein gene (G) with the spike protein of SARS-CoV-2 (VSV-eGFP-SARS-CoV-2) and developed a high-throughput imaging-based neutralization assay at biosafety level 2. We also developed a focus reduction neutralization test with a clinical isolate of SARS-CoV-2 at biosafety level 3. We compared the neutralizing activities of monoclonal and polyclonal antibody preparations, as well as ACE2-Fc soluble decoy protein in both assays and find an exceptionally high degree of concordance. The two assays will help define correlates of protection for antibody-based countermeasures including therapeutic antibodies, immune γ-globulin or plasma preparations, and vaccines against SARS-CoV-2. Replication-competent VSV-eGFP-SARS-CoV-2 provides a rapid assay for testing inhibitors of SARS-CoV-2 mediated entry that can be performed in 7.5 hours under reduced biosafety containment.

SUMMARY Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) has caused millions of human infections and hundreds of thousands of deaths. Accordingly, an effective vaccine is of critical importance in mitigating coronavirus induced disease 2019 (COVID-19) and curtailing the pandemic. We developed a replication-competent vesicular stomatitis virus (VSV)-based vaccine by introducing a modified form of the SARS-CoV-2 spike gene in place of the native glycoprotein gene (VSV-eGFP-SARS-CoV-2). Immunization of mice with VSV-eGFP-SARS-CoV-2 elicits high titers of antibodies that neutralize SARS-CoV-2 infection and target the receptor binding domain that engages human angiotensin converting enzyme-2 (ACE2). Upon challenge with a human isolate of SARS-CoV-2, mice expressing human ACE2 and immunized with VSV-eGFP-SARS-CoV-2 show profoundly reduced viral infection and inflammation in the lung indicating protection against pneumonia. Finally, passive transfer of sera from VSV-eGFP-SARS-CoV-2-immunized animals protects naïve mice from SARS-CoV-2 challenge. These data support development of VSV-eGFP-SARS-CoV-2 as an attenuated, replication-competent vaccine against SARS-CoV-2.

SARS-CoV-2 cell entry starts with membrane attachment and ends with spike-protein (S) catalyzed membrane fusion depending on two cleavage steps, one usually by furin in producing cells and the second by TMPRSS2 on target cells. Endosomal cathepsins can carry out both. Using real-time 3D single virion tracking, we show fusion and genome penetration requires virion exposure to an acidic milieu of pH 6.2-6.8, even when furin and TMPRSS2 cleavages have occurred. We detect the sequential steps of S1-fragment dissociation, fusion, and content release from the cell surface in TMPRRS2 overexpressing cells only when exposed to acidic pH. We define a key role of an acidic environment for successful infection, found in endosomal compartments and at the surface of TMPRSS2 expressing cells in the acidic milieu of the nasal cavity.Infection by SARS-CoV-2 depends upon the S large spike protein decorating the virions and is responsible for receptor engagement and subsequent fusion of viral and cellular membranes allowing release of virion contents into the cell. Using new single particle imaging tools, to visualize and track the successive steps from virion attachment to fusion, combined with chemical and genetic perturbations of the cells, we provide the first direct evidence for the cellular uptake routes of productive infection in multiple cell types and their dependence on proteolysis of S by cell surface or endosomal proteases. We show that fusion and content release always require the acidic environment from endosomes, preceded by liberation of the S1 fragment which depends on ACE2 receptor engagement.Detailed molecular snapshots of the productive infectious entry pathway of SARS-CoV-2 into cells.

SUMMARY Vesicular stomatitis virus (VSV) is a negative-strand RNA virus with a non-segmented genome, closely related to rabies virus. Both have characteristic bullet-like shapes. We report the structure of intact, infectious VSV particles determined by cryogenic electron microscopy. By compensating for polymorphism among viral particles with computational classification, we obtained a reconstruction of the shaft (“trunk”) at 3.5 Å resolution, with lower resolution for the rounded tip. The ribonucleoprotein (RNP), genomic RNA complexed with nucleoprotein (N), curls into a dome-like structure with about eight gradually expanding turns before transitioning into the regular helical trunk. Two layers of matrix (M) protein link the RNP with the membrane. Radial inter-layer subunit contacts are fixed within single RNA-N-M1-M2 modules, but flexible lateral and axial interactions allow assembly of polymorphic virions. Together with published structures of recombinant N in various states, our results suggest a mechanism for membrane- coupled self-assembly of VSV and its relatives.

The large (L) proteins of non-segmented, negative-strand RNA viruses are multifunctional enzymes that produce capped, methylated and polyadenylated mRNAs and replicate the viral genome. A phosphoprotein (P), required for efficient RNA-dependent RNA polymerization from the viral ribonucleoprotein (RNP) template, regulates function and conformation of the L protein. We report the structure of vesicular stomatitis virus L in complex with its P cofactor determined by electron cryomicroscopy at 3.0 A resolution, enabling us to visualize bound segments of P. The contacts of three P segments with multiple L domains show how P induces a closed, compact, initiation-competent conformation. Binding of P to L positions its N-terminal domain adjacent to a putative RNA exit channel for efficient encapsidation of newly synthesized genomes with the nucleoprotein and orients its C-terminal domain to interact with the RNP template. The model shows that a conserved tryptophan in the priming loop can support the initiating 5'-nucleotide.