Antibodies predating infection Immunological memory after infection with seasonal human coronaviruses (hCoVs) may potentially contribute to cross-protection against severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2). Ng et al. report that in a cohort of 350 SARS-CoV-2–uninfected individuals, a small proportion had circulating immunoglobulin G (IgG) antibodies that could cross-react with the S2 subunit of the SARS-CoV-2 spike protein (see the Perspective by Guthmiller and Wilson). By contrast, COVID-19 patients generated IgA, IgG, and IgM antibodies that recognized both the S1 and S2 subunits. The anti-S2 antibodies from SARS-CoV-2–uninfected patients showed specific neutralizing activity against both SARS-CoV-2 and SARS-CoV-2 S pseudotypes. A much higher percentage of SARS-CoV-2–uninfected children and adolescents were positive for these antibodies compared with adults. This pattern may be due to the fact that children and adolescents generally have higher hCoV infection rates and a more diverse antibody repertoire, which may explain the age distribution of COVID-19 susceptibility. Science , this issue p. 1339 ; see also p. 1272

Infection with severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) is initiated by virus binding to the ACE2 cell-surface receptors1–4, followed by fusion of the virus and cell membranes to release the virus genome into the cell. Both receptor binding and membrane fusion activities are mediated by the virus spike glycoprotein5–7. As with other class-I membrane-fusion proteins, the spike protein is post-translationally cleaved, in this case by furin, into the S1 and S2 components that remain associated after cleavage8–10. Fusion activation after receptor binding is proposed to involve the exposure of a second proteolytic site (S2′), cleavage of which is required for the release of the fusion peptide11,12. Here we analyse the binding of ACE2 to the furin-cleaved form of the SARS-CoV-2 spike protein using cryo-electron microscopy. We classify ten different molecular species, including the unbound, closed spike trimer, the fully open ACE2-bound trimer and dissociated monomeric S1 bound to ACE2. The ten structures describe ACE2-binding events that destabilize the spike trimer, progressively opening up, and out, the individual S1 components. The opening process reduces S1 contacts and unshields the trimeric S2 core, priming the protein for fusion activation and dissociation of ACE2-bound S1 monomers. The structures also reveal refolding of an S1 subdomain after ACE2 binding that disrupts interactions with S2, which involves Asp61413–15 and leads to the destabilization of the structure of S2 proximal to the secondary (S2′) cleavage site. Cryo-electron microscopy structures of consecutive binding events of ACE2 in complex with the spike protein of SARS-CoV-2 reveal the mechanisms of receptor binding by the spike protein and activation for membrane fusion by the spike protein of SARS-CoV-2.

SARS-CoV-2 is thought to have emerged from bats, possibly via a secondary host. Here, we investigate the relationship of spike (S) glycoprotein from SARS-CoV-2 with the S protein of a closely related bat virus, RaTG13. We determined cryo-EM structures for RaTG13 S and for both furin-cleaved and uncleaved SARS-CoV-2 S; we compared these with recently reported structures for uncleaved SARS-CoV-2 S. We also biochemically characterized their relative stabilities and affinities for the SARS-CoV-2 receptor ACE2. Although the overall structures of human and bat virus S proteins are similar, there are key differences in their properties, including a more stable precleavage form of human S and about 1,000-fold tighter binding of SARS-CoV-2 to human receptor. These observations suggest that cleavage at the furin-cleavage site decreases the overall stability of SARS-CoV-2 S and facilitates the adoption of the open conformation that is required for S to bind to the ACE2 receptor. Cryo-EM and functional analyses of furin-cleaved spike from SARS-CoV-2 and the closely related spike from bat virus RaTG13 reveal differences in protein stability and binding to human receptor ACE2.

Abstract Receptor recognition and binding is the first step of viral infection and a key determinant of host specificity. The inability of avian influenza viruses to effectively bind human-like sialylated receptors is a major impediment to their efficient transmission in humans and pandemic capacity. Influenza H9N2 viruses are endemic in poultry across Asia and parts of Africa where they occasionally infect humans and are therefore considered viruses with zoonotic potential. We previously described H9N2 viruses, including several isolated from human zoonotic cases, showing a preference for human-like receptors. Here we take a mutagenesis approach, making viruses with single or multiple substitutions in H9 haemagglutinin to determine the genetic basis of preferences for alternative avian receptors and for human-like receptors. We describe amino acid motifs at positions 190, 226 and 227 that play a major role in determining receptor specificity, and several other residues such as 159, 188, 193, 196, 198 and 225 play a smaller role. Furthermore, we show changes at residues 135, 137, 147, 157, 158, 184, 188, and 192 can also modulate virus receptor avidity and that substitutions that increased or decreased the net positive charge around the haemagglutinin receptor-binding site show increases and decreases in avidity, respectively. The motifs we identify as increasing preference for the human-receptor will help guide future H9N2 surveillance efforts and facilitate our understanding of the emergence of influenza viruses with high zoonotic potential. Author Summary As of 2020, over 60 infections of humans by H9N2 influenza viruses have been recorded in countries were the virus is endemic. Avian-like cellular receptors are the primary target for these viruses. However, given that human infections have been detected on an almost monthly basis since 2015, there may be a capacity for H9N2 viruses to evolve and gain the ability to target human-like cellular receptors. Here we identify molecular signatures that can cause viruses to bind human-like receptors, and we identify the molecular basis for the distinctive preference for sulphated receptors displayed by the majority of recent H9N2 viruses. This work will help guide future surveillance by providing markers that signify the emergence of viruses with enhanced zoonotic potential as well as improving understanding the basis of influenza virus receptor-binding.

ABSTRACT The emergence of a polybasic cleavage motif for the protease furin in the SARS-CoV-2 spike protein has been established as a major factor for enhanced viral transmission in humans. The peptide region N-terminal to that motif is extensively mutated in major variants of concern including Alpha, Delta and Omicron. Besides furin, spike proteins from these variants appear to rely on other proteases for maturation, including TMPRSS2 that may share the same cleavage motif. Glycans found near the cleavage site have raised questions about proteolytic processing and the consequences of variant-borne mutations. Here, with a suite of chemical tools, we establish O-linked glycosylation as a major determinant of SARS-CoV-2 spike cleavage by the host proteases furin and TMPRSS2, and as a likely driving force for the emergence of common mutations in variants of concern. We provide direct evidence that the glycosyltransferase GalNAc-T1 primes glycosylation at Thr678 in the living cell, and this glycosylation event is suppressed by many, but not all variant mutations. A novel strategy for rapid bioorthogonal modification of Thr678-containing glycopeptides revealed that introduction of a negative charge completely abrogates furin activity. In a panel of synthetic glycopeptides containing elaborated O-glycans, we found that the sole incorporation of N-acetylgalactosamine did not substantially impact furin activity, but the presence of sialic acid in elaborated O-glycans reduced furin rate by up to 65%. Similarly, O-glycosylation with a sialylated trisaccharide had a negative impact on spike cleavage by TMPRSS2. With a chemistry-centered approach, we firmly establish O-glycosylation as a major determinant of spike maturation and propose that a disruption of O-GalNAc glycosylation is a substantial driving force for the evolution of variants of concern. Abstract Figure

Abstract Several related human coronaviruses (HCoVs) are endemic in the human population, causing mild respiratory infections 1 . Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2), the etiologic agent of Coronavirus disease 2019 (COVID-19), is a recent zoonotic infection that has quickly reached pandemic proportions 2,3 . Zoonotic introduction of novel coronaviruses is thought to occur in the absence of pre-existing immunity in the target human population. Using diverse assays for detection of antibodies reactive with the SARS-CoV-2 spike (S) glycoprotein, we demonstrate the presence of pre-existing humoral immunity in uninfected and unexposed humans to the new coronavirus. SARS-CoV-2 S-reactive antibodies were readily detectable by a sensitive flow cytometry-based method in SARS-CoV-2-uninfected individuals and were particularly prevalent in children and adolescents. These were predominantly of the IgG class and targeted the S2 subunit. In contrast, SARS-CoV-2 infection induced higher titres of SARS-CoV-2 S-reactive IgG antibodies, targeting both the S1 and S2 subunits, as well as concomitant IgM and IgA antibodies, lasting throughout the observation period of 6 weeks since symptoms onset. SARS-CoV-2-uninfected donor sera also variably reacted with SARS-CoV-2 S and nucleoprotein (N), but not with the S1 subunit or the receptor binding domain (RBD) of S on standard enzyme immunoassays. Notably, SARS-CoV-2-uninfected donor sera exhibited specific neutralising activity against SARS-CoV-2 and SARS-CoV-2 S pseudotypes, according to levels of SARS-CoV-2 S-binding IgG and with efficiencies comparable to those of COVID-19 patient sera. Distinguishing pre-existing and de novo antibody responses to SARS-CoV-2 will be critical for our understanding of susceptibility to and the natural course of SARS-CoV-2 infection.

Abstract Peptidylarginine deiminase IV (PADI4) deregulation promotes the development of autoimmunity, cancer, atherosclerosis and age-related tissue fibrosis. Genetic or pharmacological PADI4 inhibition is therapeutically efficacious in mice, but no clinically relevant inhibitors currently exist. PADI4 additionally mediates immune responses and cellular reprogramming, although the full extent of its physiological roles is unexplored. Despite detailed molecular knowledge of PADI4 activation in vitro , we lack understanding of its regulation within cells, largely due to lack of appropriate systems and tools. Here, we developed and applied a set of potent and selective PADI4 modulators. Using the mRNA- display-based RaPID system, we screened >10 12 cyclic peptides for high-affinity, conformation-selective binders. We report PADI4_3, an inhibitor specific for the active conformation of PADI4; PADI4_7, an inert binder, which we functionalised for the isolation and study of cellular PADI4; and PADI4_11, a first-in-class activator. Using a newly developed method for the quantification of cellular PADI4 activity, we show that PADI4_3 and PADI4_11 are effective in cells. Structural studies with PADI4_11 reveal an allosteric binding mode that may reflect the mechanism that promotes cellular PADI4 activation. This work offers new understanding of PADI4 regulation and a toolkit for the study and modulation of PADI4 across physiological and pathophysiological contexts.