A fundamental feature of cellular plasma membranes (PMs) is an asymmetric lipid distribution between the bilayer leaflets. However, neither the detailed, comprehensive compositions of individual PM leaflets nor how these contribute to structural membrane asymmetries have been defined. We report the distinct lipidomes and biophysical properties of both monolayers in living mammalian PMs. Phospholipid unsaturation is dramatically asymmetric, with the cytoplasmic leaflet being approximately twofold more unsaturated than the exoplasmic leaflet. Atomistic simulations and spectroscopy of leaflet-selective fluorescent probes reveal that the outer PM leaflet is more packed and less diffusive than the inner leaflet, with this biophysical asymmetry maintained in the endocytic system. The structural asymmetry of the PM is reflected in the asymmetric structures of protein transmembrane domains. These structural asymmetries are conserved throughout Eukaryota, suggesting fundamental cellular design principles. Lipidomics across the bilayer membrane plus biophysical and fluorescence approaches find asymmetry in phospholipid unsaturation and localization of protein transmembrane domains based on their ability to pack within the different membrane leaflets.

Significance Cholesterol regulates critical cell functions, including lysis, viral budding, and antibiotic resistance, by modifying the bending rigidity of cell membranes; i.e., the ability of membranes to bend or withstand mechanical stresses. A molecular-level understanding of these functions requires knowledge of how cholesterol modifies membrane mechanics over relevant length and time scales. Currently, it is widely accepted that cholesterol has no effect on the mechanical properties of unsaturated lipid membranes, implying that viruses, for example, can bud from regions enriched in (poly)unsaturated lipids. Our observations that cholesterol causes local stiffening in DOPC membranes indicate that a reassessment of existing concepts is necessary. These findings have far-reaching implications in understanding cholesterol’s role in biology and its applications in bioengineering and drug design.

Cell penetration after recognition of the SARS-CoV-2 virus by the ACE2 receptor, and the fusion of its viral envelope membrane with cellular membranes, are the early steps of infectivity. A region of the Spike protein (S) of the virus, identified as the "fusion peptide" (FP), is liberated at its N-terminal site by a specific cleavage occurring in concert with the interaction of the receptor binding domain of the Spike. Studies have shown that penetration is enhanced by the required binding of Ca 2+ ions to the FPs of corona viruses, but the mechanisms of membrane insertion and destabilization remain unclear. We have predicted the preferred positions of Ca 2+ binding to the SARS-CoV-2-FP, the role of Ca 2+ ions in mediating peptide-membrane interactions, the preferred mode of insertion of the Ca 2+ -bound SARS-CoV-2-FP and consequent effects on the lipid bilayer from extensive atomistic molecular dynamics (MD) simulations and trajectory analyses. In a systematic sampling of the interactions of the Ca 2+ -bound peptide models with lipid membranes SARS-CoV-2-FP penetrated the bilayer and disrupted its organization only in two modes involving different structural domains. In one, the hydrophobic residues F833/I834 from the middle region of the peptide are inserted. In the other, more prevalent mode, the penetration involves residues L822/F823 from the LLF motif which is conserved in CoV-2-like viruses, and is achieved by the binding of Ca 2+ ions to the D830/D839 and E819/D820 residue pairs. FP penetration is shown to modify the molecular organization in specific areas of the bilayer, and the extent of membrane binding of the SARS-CoV-2 FP is significantly reduced in the absence of Ca 2+ ions. These findings provide novel mechanistic insights regarding the role of Ca 2+ in mediating SARS-CoV-2 fusion and provide a detailed structural platform to aid the ongoing efforts in rational design of compounds to inhibit SARS-CoV-2 cell entry.SARS-CoV-2, the cause of the COVID-19 pandemic, penetrates host cell membranes and uses viral-to-cellular membrane fusion to release its genetic material for replication. Experiments had identified a region termed "fusion peptide" (FP) in the Spike proteins of coronaviruses, as the spearhead in these initial processes, and suggested that Ca 2+ is needed to support both functions. Absent structure and dynamics-based mechanistic information these FP functions could not be targeted for therapeutic interventions. We describe the development and determination of the missing information from analysis of extensive MD simulation trajectories, and propose specific Ca 2+ -dependent mechanisms of SARS-CoV-2-FP membrane insertion and destabilization. These results offer a structure-specific platform to aid the ongoing efforts to use this target for the discovery and/or of inhibitors.

Abstract Lateral lipid heterogeneity (i.e., raft formation) in biomembranes plays a functional role in living cells. Three-component mixtures of low- and high-melting lipids plus cholesterol offer a simplified experimental model for raft domains in which a liquid-disordered (Ld) phase coexists with a liquid-ordered (Lo) phase. Using such models, we recently showed that cryogenic electron microscopy (cryo-EM) can detect phase separation in lipid vesicles based on differences in bilayer thickness. However, the considerable noise within cryo-EM data poses a significant challenge for accurately determining the membrane phase state at high spatial resolution. To this end, we have developed an image processing pipeline that utilizes machine learning (ML) to predict the bilayer phase in projection images of lipid vesicles. Importantly, the ML method exploits differences in both the thickness and molecular density of Lo compared to Ld, which leads to improved phase identification. To assess accuracy, we used artificial images of phase-separated lipid vesicles generated from all-atom molecular dynamics simulations of Lo and Ld phases. Synthetic ground truth datasets mimicking a series of compositions along a tieline of Ld+Lo coexistence were created and then analyzed with various ML models. For all tieline compositions, we find that the ML approach can correctly identify the bilayer phase at 5 nm lateral resolution with > 90% accuracy, thus providing a means to isolate the intensity profiles of coexisting Ld and Lo phases, as well as accurately determine domain size distributions, number of domains, and phase area fractions. The method described here provides a framework for characterizing nanoscopic lateral heterogeneities in membranes and paves the way for a more detailed understanding of raft properties in biological contexts. Significance Lipid rafts are important for cell function, but in most cases cannot be detected with conventional optical microscopy because of their extremely small size. Cryogenic electron microscopy (cryo-EM), because of its much greater spatial resolution, is capable of imaging domains as small as 5-10 nm. In this report, we show how machine learning techniques can be used to automatically and accurately identify raft-like domains in simulated cryo-EM images, a powerful approach that could ultimately lead to a better understanding of raft properties.

Unlike most transmembrane proteins, phospholipids can migrate from one leaflet of the membrane to the other. Because this spontaneous lipid translocation (flip-flop) tends to be very slow, cells facilitate the process with enzymes that catalyze the transmembrane movement and thereby regulate the transbilayer lipid distribution. Non-enzymatic membrane-spanning proteins with unrelated primary functions have also been found to accelerate lipid flip-flop in a non-specific manner and by various hypothesized mechanisms. Using deuterated phospholipids, we examined the acceleration of flip-flop by gramicidin channels which have well-defined structures and known function, features that make them ideal candidates for probing the protein-membrane interactions underlying lipid flip-flop. To study compositionally and isotopically asymmetric proteoliposomes containing gramicidin, we expanded a recently developed protocol for the preparation and characterization of lipid-only asymmetric vesicles. Channel incorporation, conformation, and function were examined with small-angle X-ray scattering, circular dichroism and a stopped-flow spectrofluorometric assay, respectively. As a measure of lipid scrambling we used differential scanning calorimetry to monitor the effect of gramicidin on the melting transition temperatures of the two bilayer leaflets. The two calorimetric peaks of the individual leaflets merged into a single peak over time suggestive of scrambling activity, and the effect of the channel on the transbilayer lipid distribution in both symmetric POPC and asymmetric POPC/DMPC vesicles was quantified from proton NMR measurements. Our results show that gramicidin increases lipid flip-flop in a complex, concentration-dependent manner. To determine the molecular mechanism of the process we used molecular dynamics simulations and further computational analysis of the trajectories to estimate the amount of membrane deformation in the samples. Together, the experimental and computational approaches were found to constitute an effective means for studying the effects of transmembrane proteins on lipid distribution in both symmetric and asymmetric model membranes.

Because lipid bilayers can bend and stretch in ways similar to thin elastic sheets, physical models of bilayer deformation have utilized mechanical constants such as the moduli for bending rigidity (Kc) and area compressibility (Ka). However, the use of these models to quantify the energetics of membrane deformation associated with protein-membrane interactions and the membrane response to stress is often hampered by the shortage of experimental data suitable for the estimation of the mechanical constants of various lipid mixtures. While computational tools such as Molecular Dynamics (MD) simulations can provide alternative means to estimate Ka values, current approaches suffer significant technical limitations. Here, we present a novel computational framework that allows for a direct estimation of Ka values for individual bilayer leaflets. The theory is based on the concept of elasticity and derives Ka from real-space analysis of local thickness fluctuations sampled in MD simulations. We explore and validate the model on a large set of single and multicomponent bilayers of different lipid composition and sizes, simulated at different temperatures. The calculated bilayer compressibility moduli agree with values estimated previously from experiments and those obtained from a standard computational method based on a series of constrained tension simulations. We further validate our framework in a comparison with an existing polymer brush model (PBM) and confirm the PBM's predicted linear relationship with proportionality coefficient of 24 using elastic parameters calculated from the simulation trajectories. The robustness of the results that emerge from the new method allows us to revisit the origins of the bilayer mechanical (compressible) thickness and in particular, its dependence on acyl chain unsaturation and the presence of cholesterol.

ABSTRACT Membranes are molecular interfaces that insulate cells from external stresses, compartmentalize the cytoplasm, and control the flow of nutrients and information 1 . These functions are facilitated by diverse collections of lipids, nearly all of which are distributed asymmetrically between the two leaflets of living bilayers 2,3 . Previous models of biomembrane structure and function have rested upon the implicit assumption that the two membrane leaflets have similar abundances of phospholipids. Here, we show that this assumption is generally invalid and investigate the consequences of lipid abundance imbalances in mammalian plasma membranes (PM). Using quantitative lipidomics, we discovered that cytoplasmic leaflets of human erythrocyte PMs have >50% overabundance of phospholipids compared to exoplasmic leaflets. We show that this phospholipid imbalance is enabled by an asymmetric interleaflet distribution of cholesterol 4,5 , which rapidly redistributes to buffer leaflet stresses. Asymmetric phospholipid abundance and composition combine to enrich cholesterol in the exoplasmic PM leaflet. Through a combination of experimental and computational approaches we demonstrate how these lipid distributions impart unique functional characteristics to PMs, including low permeability, surprisingly fast cholesterol diffusion 6 , and resting tension in the cytoplasmic monolayer that regulates protein localization. Our observations of these previously overlooked aspects of membrane asymmetry represent an evolution of classic paradigms 1,7 of biomembrane structure and physiology.

The nanoscale organization of biological membranes into structurally and compositionally distinct lateral domains is believed to be central to membrane function. The nature of this organization has remained elusive due to a lack of methods to directly probe nanoscopic membrane features. We show here that cryogenic electron microscopy (cryoEM) can be used to directly image coexisting nanoscopic domains in synthetic and bio-derived membranes without extrinsic probes. Analyzing a series of single-component liposomes composed of synthetic lipids of varying lengths, we demonstrate that cryoEM can distinguish bilayer thickness differences as small as 0.5 angstrom, comparable to the resolution of small-angle scattering methods. Simulated images from computational models reveal that features in cryoEM images result from a complex interplay between the atomic distribution normal to the plane of the bilayer and imaging parameters. Simulations of phase separated bilayers were used to predict two sources of contrast between coexisting ordered and disordered phases within a single liposome, namely differences in membrane thickness and molecular density. We observe both sources of contrast in biomimetic membranes composed of saturated lipids, unsaturated lipids, and cholesterol. When extended to isolated mammalian plasma membranes, these methods reveal similar nanoscale lateral heterogeneities. The methods reported here for direct, probe-free imaging of nanodomains in unperturbed membranes open new avenues for investigation of nanoscopic membrane organization.

Molecular dynamics (MD) simulations have become increasingly impactful in membrane biophysics because they offer atomistic resolution into the atomistic fluctuations of lipid assemblies. Validation of the simulation trajectories with experimental data is crucial for interpretation and application of MD results. As an ideal benchmarking technique, NMR spectroscopy delivers order parameters of the carbon-deuterium bond fluctuations along the lipid chains. Additionally, NMR relaxation can access lipid dynamics providing yet another point for validation of simulation force fields. Here we performed short resampling simulations of membrane trajectories to investigate the lipid CH bond fluctuations on sub-40-ps timescales to explore the local fast dynamics. We recently established a robust framework for analysis of NMR relaxation rates from MD simulations, which improves upon current approaches and shows excellent agreement of experimental and theoretical results. The calculation of relaxation rates from simulations presents a universal challenge that we addressed by hypothesizing the existence of fast CH bond dynamics that evade the analysis of simulation data with temporal resolution of 40 ps (or lower). Indeed, our results support this hypothesis confirming the validity of our solution to the sampling problem. Furthermore, we show that the fast CH bond dynamics occur on timescales at which carbon-carbon bond conformations appear nearly stationary and unaffected by cholesterol. Lastly, we discuss the correspondence to the CH bond dynamics of liquid hydrocarbons and relate their existence to the apparent microviscosity of the bilayer hydrocarbon core.

A fundamental feature of cellular plasma membranes (PM) is asymmetric lipid distribution between the bilayer leaflets. However, neither the detailed, comprehensive compositions of individual PM leaflets, nor how these contribute to structural membrane asymmetries have been defined. We report the distinct lipidomes and biophysical properties of both monolayers in living mammalian PMs. Phospholipid unsaturation is dramatically asymmetric, with the cytoplasmic leaflet being ∼2-fold more unsaturated than the exoplasmic. Atomistic simulations and spectroscopy of leaflet-selective fluorescent probes reveal that the outer PM leaflet is more packed and less diffusive than the inner leaflet, with this biophysical asymmetry maintained in the endocytic system. The structural asymmetry of the PM is reflected in asymmetric structures of protein transmembrane domains (TMD). These structural asymmetries are conserved throughout Eukaryota, suggesting fundamental cellular design principles.