Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) virions are surrounded by a lipid bilayer from which spike (S) protein trimers protrude1. Heavily glycosylated S trimers bind to the angiotensin-converting enzyme 2 receptor and mediate entry of virions into target cells2–6. S exhibits extensive conformational flexibility: it modulates exposure of its receptor-binding site and subsequently undergoes complete structural rearrangement to drive fusion of viral and cellular membranes2,7,8. The structures and conformations of soluble, overexpressed, purified S proteins have been studied in detail using cryo-electron microscopy2,7,9–12, but the structure and distribution of S on the virion surface remain unknown. Here we applied cryo-electron microscopy and tomography to image intact SARS-CoV-2 virions and determine the high-resolution structure, conformational flexibility and distribution of S trimers in situ on the virion surface. These results reveal the conformations of S on the virion, and provide a basis from which to understand interactions between S and neutralizing antibodies during infection or vaccination. Cryo-electron microscopy and tomography studies reveal the structures, conformations and distributions of spike protein trimers on intact severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) virions and provide a basis for understanding the interactions of the spike protein with neutralizing antibodies.

Abstract Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) virions are surrounded by a lipid bilayer from which spike (S) protein trimers protrude. Heavily glycosylated S trimers bind the ACE2 receptor and mediate entry of virions into target cells. S exhibits extensive conformational flexibility: it modulates the exposure of its receptor binding site and later undergoes complete structural rearrangement to drive fusion of viral and cellular membranes. The structures and conformations of soluble, overexpressed, purified S proteins have been studied in detail using cryo-electron microscopy. The structure and distribution of S on the virion surface, however, has not been characterised. Here we applied cryo-electron microscopy and tomography to image intact SARS-CoV-2 virions, determining the high-resolution structure, conformational flexibility and distributions of S trimers in situ on the virion surface. These results provide a basis for understanding the conformations of S present on the virion, and for studying their interactions with neutralizing antibodies.

Abstract Glutamatergic synapses form the vast majority of connections within neuronal circuits, but how these subcellular structures are molecularly organized within the mammalian brain is poorly understood. Conventional electron microscopy using chemically fixed, metal-stained tissue has identified a proteinaceous, membrane-associated thickening called the ‘postsynaptic density’ (PSD). Here, we combined mouse genetics and cryo-electron tomography to determine the 3D molecular architecture of fresh isolated and anatomically intact synapses in the adult forebrain. The native glutamatergic synapse did not consistently show a high density of proteins at the postsynaptic membrane thought to be characteristic of the PSD. Instead, a ‘synaptoplasm’ consisting of cytoskeletal elements, macromolecular complexes and membrane-bound organelles extended throughout the pre- and post-synaptic compartments. Snapshots of active processes gave insights into membrane remodeling processes. Clusters of 4-60 ionotropic glutamate receptors were positioned inside and outside the synaptic cleft. Together, these information-rich tomographic maps present a detailed molecular framework for the coordinated activity of synapses in the adult mammalian brain.

Influenza A virus causes millions of severe illnesses during annual epidemics. The most abundant protein in influenza virions is the matrix protein M1 that mediates virus assembly by forming an endoskeleton beneath the virus membrane. The structure of full-length M1, and how it oligomerizes to mediate assembly of virions, is unknown. Here we have determined the complete structure of assembled M1 within intact virus particles, as well as the structure of M1 oligomers reconstituted in vitro. We found that the C-terminal domain of M1 is disordered in solution, but can fold and bind in trans to the N-terminal domain of another M1 monomer, thus polymerising M1 into linear strands which coat the interior surface of the assembling virion membrane. In the M1 polymer, five histidine residues, contributed by three different M1 monomers, form a cluster that can serve as the pH-sensitive disassembly switch after entry into a target cell. These structures therefore provide mechanisms for influenza virus assembly and disassembly.

Abstract Influenza A virus particles assemble at the plasma membrane of infected cells. During assembly all components of the virus come together in a coordinated manner to deform the membrane into a protrusion eventually forming a new, membrane-enveloped virus. Here we integrate recent molecular insights of this process, particularly concerning the structure of the matrix protein 1 (M1), within a theoretical framework describing the mechanics of virus assembly. Our model describes M1 polymerization and membrane protrusion formation, explaining why it is efficient for M1 to form long strands assembling into helices in filamentous virions. Eventually, we find how the architecture of M1 helices is controlled by physical properties of viral proteins and the host cell membrane. Finally, by considering the growth force and speed of viral filaments, we propose that the helical geometry of M1 strands might have evolved to optimize for fast and efficient virus assembly and growth. Significance Influenza A virus remains a major threat to public health. Its most abundant viral protein, matrix protein 1 (M1), forms an endoskeleton underneath the viral membrane, but how this endoskeleton contributes to the virus’ lifecycle is poorly understood. Combining cryo-electron tomography data and structural data with theoretical predictions, we explain how the energetically favorable polymerization of M1 into helical strands mediates the membrane deformations that permit the virus to exit infected cells. Our analysis of M1’s variable architecture provides insights into adaptive strategies of the virus for efficient growth under variable local conditions. The quantitative framework developed in this study could be extrapolated to other enveloped viruses and generally applied to protein-driven membrane deformations.

The widespread application of genome editing to treat or even cure disease requires the delivery of genome editors into the nucleus of target cells. Enveloped Delivery Vehicles (EDVs) are engineered virally-derived particles capable of packaging and delivering CRISPR-Cas9 ribonucleoproteins (RNPs). However, the presence of lentiviral genome encapsulation and replication components in EDVs has obscured the underlying delivery mechanism and precluded particle optimization. Here we show that Cas9 RNP nuclear delivery is independent of the native lentiviral capsid structure. Instead, EDV-mediated genome editing activity corresponds directly to the number of nuclear localization sequences on the Cas9 enzyme. EDV structural analysis using cryo-electron tomography and small molecule inhibitors guided the removal of ~80% of viral residues, creating a minimal EDV (miniEDV) that retains full RNP delivery capability. MiniEDVs are 25% smaller yet package equivalent amounts of Cas9 RNPs relative to the original EDVs, and demonstrated increased editing in cell lines and therapeutically-relevant primary human T cells. These results show that virally-derived particles can be streamlined to create efficacious genome editing delivery vehicles that could simplify production and manufacturing.