Summary Understanding the molecular anatomy and neural connectivity of the brain requires imaging technologies that can map the 3D nanoscale distribution of specific proteins in the context of brain ultrastructure. Light and electron microscopy (EM) enable visualization of either specific labels or anatomical ultrastructure, but combining molecular specificity with anatomical context is challenging. Here, we present pan-Expansion Microscopy of tissue (pan-ExM-t), an all-optical mouse brain imaging method that combines ∼24-fold linear expansion of biological samples with fluorescent pan-staining of protein densities (providing EM-like ultrastructural context), and immunolabeling of protein targets (for molecular imaging). We demonstrate the versatility of this approach by imaging the established synaptic markers Homer1, Bassoon, PSD-95, Synaptophysin, the astrocytic protein GFAP, myelin basic protein (MBP), and anti-GFP antibodies in dissociated neuron cultures and mouse brain tissue sections. pan-ExM-t reveals these markers in the context of ultrastructural features such as pre and postsynaptic densities, 3D nanoarchitecture of neuropil, and the fine structures of cellular organelles. pan-ExM-t is adoptable in any neurobiological laboratory with access to a confocal microscope and has therefore broad applicability in the research community. Highlights pan-ExM-t visualizes proteins in the context of synaptic ultrastructure Lipid labeling in pan-ExM-t reveals organellar and cellular membranes All-optical, easily accessible alternative to correlative light/electron microscopy High potential for high throughput connectomics studies

Abstract Autism spectrum disorder (ASD) is a neurological condition characterized by alterations in social interaction and communication, and restricted and/or repetitive behaviors. The classical type II cadherins cadherin-8 (Cdh8, CDH8) and cadherin-11 (Cdh11, CDH11) have been implicated as autism risk gene candidates. To explore the role of cadherins in the etiology of autism, we investigated their expression patterns during mouse brain development and in autism-specific human tissue. In mice, expression of cadherin-8 and cadherin-11 was developmentally regulated and enriched in the cortex, hippocampus, and thalamus/striatum during the peak of dendrite formation and synaptogenesis. Both cadherins were expressed in synaptic compartments but only cadherin-8 associated with the excitatory synaptic marker neuroligin-1. Induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived cortical neural precursor cells (NPCs) and cortical organoids generated from individuals with autism showed upregulated CDH8 expression levels while CDH11 expression levels were downregulated. We used Cdh11 knockout mice of both sexes to analyze the function of cadherin-11, which could help explain phenotypes observed in autism. Cdh11 -/- hippocampal neurons exhibited increased dendritic complexity along with altered neuronal and synaptic activity. Similar to the expression profiles in human tissue, levels of cadherin-8 were significantly elevated in Cdh11 knockout brains. Additionally, excitatory synaptic markers neuroligin-1 and PSD-95 were both increased. Together, these results strongly suggest that cadherin-11 is involved in regulating the development of neuronal circuitry and that alterations in the expression levels of cadherin-11 may contribute to the etiology of autism. Significance Statement Autism is a neurodevelopmental condition with high genetic and phenotypic heterogeneity. Multiple genes have been implicated in autism, including the cadherin superfamily of adhesion molecules, cadherin-8 and cadherin-11. This study first characterizes the expression profiles of cadherin-8 and cadherin-11 to understand the potential roles they play in the development of neurons. The study further describes novel contributions of cadherin-11 in neural circuit formation. Loss of cadherin-11 in mice results in altered levels of several synaptic proteins, including PSD-95, neuroligin-1, and cadherin-8, and changes the morphology and activity of excitatory neurons. The levels of cadherin-8 and cadherin-11 in human cells of autistic individuals are both altered, strengthening the hypothesis that these two cadherins may involve in aspects of autism etiology.

Abstract DYT1 dystonia is a highly debilitating neurological movement disorder arising from mutation in the AAA+ ATPase TorsinA. The hallmark of Torsin dysfunction is nuclear envelope blebbing resulting from defects in nuclear pore complex biogenesis. Whether blebs actively contribute to disease manifestation is presently unknown. We report that FG-nucleoporins in the bleb lumen undergo phase separation and contribute to DYT1 dystonia by provoking two proteotoxic insults. Short-lived ubiquitinated proteins that are normally rapidly degraded in healthy cells partition into the bleb lumen and become stabilized. Additionally, blebs selectively sequester a chaperone network composed of HSP70s and HSP40s. The composition of this chaperone network is altered by the bleb component MLF2. We further demonstrate that MLF2 is a catalyst of phase separation that suppresses the ectopic accumulation of FG-nucleoporins and modulates the selective properties and size of condensates in vitro . Our studies identify unprecedented, dual mechanisms of proteotoxicity in the context of liquid-liquid phase separation with direct implications for our understanding of disease etiology and treatment.

The need for scalable and high-throughput approaches to screening using 3D human stem cell models remains a central challenge in using stem cell disease models for drug discovery. It is imperative to develop standardized systems for phenotypic screening, yet most researchers screen cells across different platforms using a multitude of assays. In this study, we have developed a workflow centered on a small array of assays that can be employed to screen 3D stem cell cultures across a set of platforms. This workflow can be used as a starting point for a standardized approach to phenotypic screening. In this manuscript we hope to provide a roadmap for groups looking to start high-content screening using 3D organoid systems. To do this, we employ serum-free embryoid bodies (SFEBs) created from human induced pluripotent stem cells (hiPSCs). SFEBs are used in this study because they do not display the same level of heterogeneity observed in other neural organoid systems and they are amenable to high content imaging without cryosectioning. They contain populations of excitatory and inhibitory neurons that form synaptically active networks and medium- to high-throughput electrophysiology can be performed using SFEBs via the multielectrode array (MEA). The assays outlined in this study allow SFEBs to be scanned for neurite outgrowth, cell number and electrophysiological activity. SFEBs derived from control and disease hiPSCs can be used in combination with high-throughput screening assays to generate sufficient statistical power to compensate for the biological and experimental variability common in 3D cultures, while significantly decreasing processing speed, thus making this an efficient starting point for phenotypic drug screening.

Tomosyn, a protein encoded by syntaxin-1-binding protein 5 ( STXBP5 ) gene, has a well-established presynaptic role in the inhibition of neurotransmitter release and the reduction of synaptic transmission by its conical interaction with the soluble N-ethylmaleimide-sensitive factor attachment protein receptor (SNARE) machinery. The postsynaptic role of tomosyn in dendritic arborization, spine stability, and trafficking of ionotropic glutamate receptors remains to be elucidated. We used short hairpin RNA (shRNA) to knock down tomosyn in mouse primary neurons to evaluate the postsynaptic cellular function and molecular signaling regulated by tomosyn. Knockdown of tomosyn led to an increase of RhoA GTPase activity accompanied by compromised dendritic arborization, loss of dendritic spines, decreased surface expression of AMPA receptors, and reduced miniature excitatory postsynaptic current (mEPSC) frequency. Inhibiting RhoA signaling was sufficient to rescue the abnormal dendritic morphology and the surface expression of AMPA receptors. The function of tomosyn regulating RhoA is mediated through the N-terminal WD40 motif, where two variants each carrying a single nucleotide mutation in this region, were found in individuals with autism spectrum disorder (ASD). We demonstrated that these variants displayed loss-of-function phenotypes. Unlike the wild-type tomosyn, these two variants failed to restore the reduced dendritic complexity, spine density, as well as decreased surface expression of AMPA receptors in tomosyn knockdown neurons. This study uncovers a critical role of tomosyn, independent of its interaction with the SNARE machinery, in maintaining neuronal function by inhibiting RhoA activity. Further analysis of tomosyn variants also provides a potential mechanism for explaining cellular pathology in ASD.Significance Statement This study unveils a vital role of tomosyn in the maintenance of neuronal morphology, basal synaptic transmission, and AMPA receptor surface expression that is distinct from its presynaptic role. Tomosyn affects dendritic stability and glutamate receptor trafficking via the regulation of the Rho signaling pathway and this interaction is likely independent of the interaction with the dendritic SNARE complex, such as syntaxin-4. The WD40 domain of tomosyn is necessary to conduct the Rho regulation and two autism-associated variants localized at the WD40 domain perturb this function. The current study reveals a novel molecular link between dendritic stability and synaptic function, which could advance a greater understanding of the cellular pathologies involved in neurodevelopmental disorders, such as ASD.