The organization of the genome in the nucleus and the interactions of genes with their regulatory elements are key features of transcriptional control and their disruption can cause disease. Here we report a genome-wide method, genome architecture mapping (GAM), for measuring chromatin contacts and other features of three-dimensional chromatin topology on the basis of sequencing DNA from a large collection of thin nuclear sections. We apply GAM to mouse embryonic stem cells and identify enrichment for specific interactions between active genes and enhancers across very large genomic distances using a mathematical model termed SLICE (statistical inference of co-segregation). GAM also reveals an abundance of three-way contacts across the genome, especially between regions that are highly transcribed or contain super-enhancers, providing a level of insight into genome architecture that, owing to the technical limitations of current technologies, has previously remained unattainable. Furthermore, GAM highlights a role for gene-expression-specific contacts in organizing the genome in mammalian nuclei. A technique called genome architecture mapping (GAM) involves sequencing DNA from a large number of thin nuclear cryosections to develop a map of genome organization without the limitations of existing 3C-based methods. Our understanding of the three-dimensional organization of the genome in the nucleus has improved dramatically as a result of both developments in microscopy and molecular methods based on chromatin conformation capture (3C). Here, Ana Pombo and colleagues present a novel method of measuring chromatin contacts, called genome architecture mapping (GAM). GAM involves sequencing DNA from a large collection of thin nuclear cryosections and, unlike 3C methods, does not require ligation to capture contacts in an unbiased manner. It overcomes some of the limitations of 3C-based methods and reveals abundant three-way contacts across the genome.

Chromatin has a complex spatial organization in the cell nucleus that serves vital functional purposes. A variety of chromatin folding conformations has been detected by single-cell imaging and chromosome conformation capture-based approaches. However, a unified quantitative framework describing spatial chromatin organization is still lacking. Here, we explore the "strings and binders switch" model to explain the origin and variety of chromatin behaviors that coexist and dynamically change within living cells. This simple polymer model recapitulates the scaling properties of chromatin folding reported experimentally in different cellular systems, the fractal state of chromatin, the processes of domain formation, and looping out. Additionally, the strings and binders switch model reproduces the recently proposed "fractal-globule" model, but only as one of many possible transient conformations.

Abstract Glioblastoma multiforme (GBM) encompasses brain malignancies marked by phenotypic and transcriptional heterogeneity thought to render these tumors aggressive, resistant to therapy, and inevitably recurrent. However, little is known about how the spatial organization of GBM genomes underlies this heterogeneity and its effects. Here, we compiled a cohort of 28 patient-derived glioblastoma stem cell-like lines (GSCs) known to reflect the properties of their tumor-of-origin; six of these were primary-relapse tumor pairs from the same patient. We generated and analyzed kbp-resolution chromosome conformation capture (Hi-C) data from all GSCs to systematically map >3,100 standalone and complex structural variants (SVs) and the >6,300 neoloops arising as a result. By combining Hi-C, histone modification, and gene expression data with chromatin folding simulations, we explain how the pervasive, uneven, and idiosyncratic occurrence of neoloops sustains tumor-specific transcriptional programs via the formation of new enhancer-promoter contacts. We also show how even moderately recurrent neoloops can help us infer patient-specific vulnerabilities. Together, our data provide a resource for dissecting GBM biology and heterogeneity, as well as for informing therapeutic approaches.

Gene expression states influence the three-dimensional conformation of the genome through poorly understood mechanisms. Here, we investigate the conformation of the murine HoxB locus, a gene-dense genomic region containing closely spaced genes with distinct activation states in mouse embryonic stem (ES) cells. To predict possible folding scenarios, we performed computer simulations of polymer models informed with different chromatin occupancy features, which define promoter activation states or CTCF binding sites. Single cell imaging of the locus folding was performed to test model predictions. While CTCF occupancy alone fails to predict the in vivo folding at genomic length scale of 10 kb, we found that homotypic interactions between active and Polycomb-repressed promoters co-occurring in the same DNA fibre fully explain the HoxB folding patterns imaged in single cells. We identify state-dependent promoter interactions as major drivers of chromatin folding in gene-dense regions.

The spatiotemporal configuration of genes with distal regulatory elements, and the impact of chromatin mobility on transcription, remain unclear. Loop extrusion is an attractive model for bringing genetic elements together, but how this functionally interacts with transcription is also largely unknown. We combine live tracking of genomic loci and nascent transcripts with molecular dynamics simulations to assess the 4D arrangement of the Sox2 gene and its enhancer, in response to a battery of perturbations. We find that alterations in chromatin mobility, not promoter-enhancer distance, is more informative about transcriptional status. Active elements display more constrained mobility, consistent with confinement within specialized nuclear sites, and alterations in enhancer mobility distinguish poised from transcribing alleles. Strikingly, we find that whereas loop extrusion and transcription factor-mediated clustering contribute to promoter-enhancer proximity, they have antagonistic effects on chromatin dynamics. This provides an experimental framework for the underappreciated role of chromatin dynamics in genome regulation.

ABSTRACT Senescence —the endpoint of replicative lifespan for normal cells— is established via a complex sequence of molecular events. One such event is the dramatic reorganization of CTCF into senescence-induced clusters (SICCs). However, the molecular determinants, genomic consequences, and functional purpose of SICCs remained unknown. Here, we combine functional assays, super-resolution imaging, and 3D genomics with computational modelling to dissect SICC emergence. We establish that the competition between CTCF-bound and non-bound loci dictates clustering propensity. Upon senescence entry, cells repurpose SRRM2 —a key component of nuclear speckles— and BANF1 —a ‘molecular glue’ for chromosomes— to cluster CTCF and rewire genome architecture. This CTCF-centric reorganization in reference to nuclear speckles functionally sustains the senescence splicing program, as SICC disruption fully reverts alternative splicing patterns. We therefore uncover a new paradigm, whereby cells translate changes in nuclear biochemistry into architectural changes directing splicing choices so as to commit to the fate of senescence. GRAPHICAL ABSTRACT HIGHLIGHTS HMGB2-bound loci compete with CTCF-bound ones for nuclear speckle association Senescent cells repurpose SRRM2 and BANF1 to cluster CTCF on speckles BANF1 is essential, but not sufficient for CTCF clustering The SRRM2 RNA-binding domain directs CTCF clustering SICCs rewire chromatin positioning to sustain the senescence splicing program