Summary Mechanistic understanding of the impacts of the gut microbiota on human health has been hampered by limited throughput in animal models. To enable systematic interrogation of gut-relevant microbial communities, here we generated hundreds of in vitro communities cultured from diverse stool samples in various media. Species composition revealed stool-derived communities that are phylogenetically complex, diverse, stable, and highly reproducible. Community membership depended on both medium and initial inoculum, with certain media preserving inoculum compositions. Different inocula yielded different community compositions, indicating their potential for personalized therapeutics. Communities were robust to freezing and large-volume culturing, enabling future translational applications. Defined communities were generated from isolates and reconstituted growth and composition similar to those of communities derived from stool inocula. Finally, in vitro experiments probing the response to ciprofloxacin successfully predicted many changes observed in vivo , including the resilience and sensitivity of each Bacteroides species. Thus, stool-derived in vitro communities constitute a powerful resource for microbiota research.

Abstract Despite decades of investigation into how antibiotics affect isolated bacteria, it remains highly challenging to predict consequences for communities in complex environments such as the human intestine. Interspecies interactions can impact antibiotic activity through alterations to the extracellular environment that change bacterial physiology. By measuring key metabolites and environmental pH, we determined that metabolic cross-feeding among members of the fruit fly gut microbiota drives changes in antibiotic sensitivity in vitro . Co-culturing of Lactobacillus plantarum with Acetobacter species induced tolerance to rifampin. Mechanistically, we found that acetobacters counter the acidification driven by L. plantarum production of lactate, and that pH shifts during stationary phase were sufficient to drive rifampin tolerance in L. plantarum monocultures. The key Lactobacillus physiological parameter related to tolerance was a reduction in lag time exiting stationary phase, opposite to a previously identified mode of tolerance to ampicillin in E. coli. Lactobacillus tolerance to erythromycin also depended on growth status and pH, suggesting that our findings generalize to other antibiotics. Finally, tolerance of L. plantarum to rifampin varied spatially across the fruit fly gut. This mechanistic understanding of the coupling among interspecies interactions, environmental pH, and antibiotic tolerance enables future predictions of growth and the effects of antibiotics in more complex communities and within hosts.

Diet can impact host health through changes to the gut microbiota, yet we lack mechanistic understanding linking nutrient availability and microbiota composition. Here, we use thousands of microbial communities cultured in vitro from human feces to uncover simple assembly rules and develop a predictive model of community composition upon addition of single nutrients from central carbon metabolism to a complex medium. Community membership was largely determined by the donor feces, whereas relative abundances were determined by the supplemental carbon source. The absolute abundance of most taxa was independent of the supplementing nutrient, due to the ability of fast-growing organisms to quickly exhaust their niche in the complex medium and then exploit and monopolize the supplemental carbon source. Relative abundances of dominant taxa could be predicted from the nutritional preferences and growth dynamics of species in isolation, and exceptions were consistent with strain-level variation in growth capabilities. Our study reveals that community assembly follows simple rules of nutrient utilization dynamics and provides a predictive framework for manipulating gut commensal communities through nutritional perturbations.