The basal ganglia are subcortical nuclei that control voluntary actions, and they are affected by a number of debilitating neurological disorders. The prevailing model of basal ganglia function proposes that two orthogonal projection circuits originating from distinct populations of spiny projection neurons (SPNs) in the striatum--the so-called direct and indirect pathways--have opposing effects on movement: activity of direct-pathway SPNs is thought to facilitate movement, whereas activity of indirect-pathway SPNs is presumed to inhibit movement. This model has been difficult to test owing to the lack of methods to selectively measure the activity of direct- and indirect-pathway SPNs in freely moving animals. Here we develop a novel in vivo method to specifically measure direct- and indirect-pathway SPN activity, using Cre-dependent viral expression of the genetically encoded calcium indicator (GECI) GCaMP3 in the dorsal striatum of D1-Cre (direct-pathway-specific) and A2A-Cre (indirect-pathway-specific) mice. Using fibre optics and time-correlated single-photon counting (TCSPC) in mice performing an operant task, we observed transient increases in neural activity in both direct- and indirect-pathway SPNs when animals initiated actions, but not when they were inactive. Concurrent activation of SPNs from both pathways in one hemisphere preceded the initiation of contraversive movements and predicted the occurrence of specific movements within 500 ms. These observations challenge the classical view of basal ganglia function and may have implications for understanding the origin of motor symptoms in basal ganglia disorders.

Dopamine (DA) is a central monoamine neurotransmitter involved in many physiological and pathological processes. A longstanding yet largely unmet goal is to measure DA changes reliably and specifically with high spatiotemporal precision, particularly in animals executing complex behaviors. Here, we report the development of genetically encoded GPCR-activation-based-DA (GRABDA) sensors that enable these measurements. In response to extracellular DA, GRABDA sensors exhibit large fluorescence increases (ΔF/F0 ∼90%) with subcellular resolution, subsecond kinetics, nanomolar to submicromolar affinities, and excellent molecular specificity. GRABDA sensors can resolve a single-electrical-stimulus-evoked DA release in mouse brain slices and detect endogenous DA release in living flies, fish, and mice. In freely behaving mice, GRABDA sensors readily report optogenetically elicited nigrostriatal DA release and depict dynamic mesoaccumbens DA signaling during Pavlovian conditioning or during sexual behaviors. Thus, GRABDA sensors enable spatiotemporally precise measurements of DA dynamics in a variety of model organisms while exhibiting complex behaviors.

Norepinephrine (NE) is a key biogenic monoamine neurotransmitter involved in a wide range of physiological processes. However, its precise dynamics and regulation remain poorly characterized, in part due to limitations of available techniques for measuring NE in vivo. Here, we developed a family of GPCR activation-based NE (GRABNE) sensors with a 230% peak ΔF/F0 response to NE, good photostability, nanomolar-to-micromolar sensitivities, sub-second kinetics, and high specificity. Viral- or transgenic-mediated expression of GRABNE sensors was able to detect electrical-stimulation-evoked NE release in the locus coeruleus (LC) of mouse brain slices, looming-evoked NE release in the midbrain of live zebrafish, as well as optogenetically and behaviorally triggered NE release in the LC and hypothalamus of freely moving mice. Thus, GRABNE sensors are robust tools for rapid and specific monitoring of in vivo NE transmission in both physiological and pathological processes.

Dopamine (DA) plays a critical role in the brain, and the ability to directly measure dopaminergic activity is essential for understanding its physiological functions. We therefore developed red fluorescent G-protein-coupled receptor-activation-based DA (GRABDA) sensors and optimized versions of green fluorescent GRABDA sensors. In response to extracellular DA, both the red and green GRABDA sensors exhibit a large increase in fluorescence, with subcellular resolution, subsecond kinetics and nanomolar-to-submicromolar affinity. Moreover, the GRABDA sensors resolve evoked DA release in mouse brain slices, detect evoked compartmental DA release from a single neuron in live flies and report optogenetically elicited nigrostriatal DA release as well as mesoaccumbens dopaminergic activity during sexual behavior in freely behaving mice. Coexpressing red GRABDA with either green GRABDA or the calcium indicator GCaMP6s allows tracking of dopaminergic signaling and neuronal activity in distinct circuits in vivo.

Abstract 2-arachidonoyl-glycerol (2-AG), the most abundant endocannabinoid (eCB) in the brain, regulates diverse neural functions. However, whether 2-AG deficiency contributes to Parkinson’s disease (PD) and nigral dopaminergic neurons (DANs) dysfunction is unclear. Diacylglycerol lipase α and β ( DAGLA and DAGLB ) mediate the biosynthesis of 2-AG. Using homozygosity mapping and whole-exome sequencing, we linked multiple homozygous loss-of-function mutations in DAGLB to a form of early-onset autosomal recessive PD. We then used RNA sequencing and fiber photometry with genetically encoded eCB sensors to demonstrate that DAGLB is the main 2-AG synthase in nigral DANs. Genetic knockdown of Daglb by CRISPR/Cas9 in mouse nigral DANs substantially reduces 2-AG levels in the substantia nigra (SN). The SN 2-AG levels are markedly correlated with the vigor of movement during the acquisition of motor skills, while Daglb -deficiency impairs motor learning. Conversely, pharmacological enhancement of 2-AG levels increases nigral DAN activity and dopamine release and improves motor learning. Together, we demonstrate that DAGLB -deficiency contributes to the etiopathogenesis of PD, reveal the importance of DAGLB -mediated 2-AG biosynthesis in nigral DANs in regulating neural activity and dopamine release, and provide preclinical evidence for the beneficial effects of 2-AG augmentation in PD treatment.

Abstract The default mode network (DMN) of the brain is involved in cognition, emotion regulation, impulsivity, and balancing between internally and externally focused states. DMN dysregulation has been implicated in several neurological and neuropsychiatric disorders. In this study, we used functional magnetic resonance imaging (fMRI), positron emission tomography (PET), and spectral fiber-photometry to investigate the selective neuromodulatory effect of norepinephrine (NE)-releasing noradrenergic neurons in the locus coeruleus (LC) on the DMN in mice. Chemogenetic-induced tonic LC-NE activity decreased cerebral blood volume (CBV) and glucose uptake, and increased synchronous low frequency fMRI activity within the frontal cortices of the DMN. Fiber-photometry results corroborated these findings, showing that LC-NE activation induced NE release, enhanced calcium-weighted neuronal spiking, and reduced CBV in the anterior cingulate cortex. These data suggest that LC-NE alters conventional stimulus-evoked coupling between neuronal activity and CBV in the frontal DMN. We also demonstrated that chemogenetic activation of LC-NE neurons strengthened functional connectivity within the frontal DMN, and this effect was causally mediated by reduced modulatory inputs from retrosplenial and hippocampal regions to the association cortices of the DMN.

Summary Fiber-photometry is an emerging technique for recording fluorescent sensor activity in the brain. However, significant hemoglobin-absorption artifacts in fiber-photometry data may be misinterpreted as sensor activity changes. Because hemoglobin exists in nearly every location in the brain and its concentration varies over time, such artifacts could impede the accuracy of many photometry recording results. Here we present a novel use of spectral photometry technique and propose computational methods to quantify photon absorption effects by using activity-independent fluorescence signals, which can be used to derive oxy- and deoxy-hemoglobin concentration changes. Following time-locked neuronal activation in vivo , we observed that a 20% increase in CBV contributes to about a 4% decrease in green fluorescence signal and a 2% decrease in red fluorescence signal. While these hemoglobin concentration changes are often temporally delayed than the fast-responding fluorescence spikes, we found that erroneous interpretation may occur when examining pharmacology-induced sustained activity changes, and in some cases, hemoglobin-absorption could flip the GCaMP signal polarity. We provided hemoglobin-based correction methods to restore fluorescence signals across spectra and compare our results against the commonly used regression approach. We also demonstrated the utility of spectral fiber-photometry for delineating brain regional differences in hemodynamic response functions. Highlights Hemoglobin-absorption compromises fiber-photometry recording in vivo Spectral photometry allows quantification of hemoglobin concentration changes for correction The proposed platform allows measuring regional differences in neurovascular transfer function

The monoamine neuromodulator dopamine (DA) plays a critical role in the brain, and the ability to directly measure dopaminergic activity is essential for understanding its physiological functions. We therefore developed the first red fluorescent GPCR-activation–based DA (GRABDA) sensors and optimized versions of green fluorescent GRABDA sensors following our previous studies. In response to extracellular DA, both the red and green GRABDA sensors have a large increase in fluorescence (ΔF/F values of 150% and 340%, respectively), with subcellular resolution, subsecond kinetics, and nanomolar to submicromolar affinity. Moreover, both the red and green GRABDA sensors readily resolve evoked DA release in mouse brain slices, detect compartmental DA release in live flies with single-cell resolution, and report optogenetically elicited nigrostriatal DA release as well as mesoaccumbens dopaminergic activity during sexual behavior in freely behaving mice. Importantly, co-expressing red GRABDA with either green GRABDA or the calcium indicator GCaMP6s provides a robust tool for simultaneously tracking neuronal activity and dopaminergic signaling in distinct circuits in vivo .

Norepinephrine (NE) and epinephrine (Epi), two key biogenic monoamine neurotransmitters, are involved in a wide range of physiological processes. However, their precise dynamics and regulation remain poorly characterized, in part due to limitations of available techniques for measuring these molecules in vivo. Here, we developed a family of GPCR Activation-Based NE/Epi (GRABNE) sensors with a 230% peak ΔF/F0 response to NE, good photostability, nanomolar-to-micromolar sensitivities, sub-second rapid kinetics, high specificity to NE vs. dopamine. Viral- or transgenic-mediated expression of GRABNE sensors were able to detect electrical-stimulation evoked NE release in the locus coeruleus (LC) of mouse brain slices, looming-evoked NE release in the midbrain of live zebrafish, as well as optogenetically and behaviorally triggered NE release in the LC and hypothalamus of freely moving mice. Thus, GRABNE sensors are a robust tool for rapid and specific monitoring of in vivo NE/Epi transmission in both physiological and pathological processes.

Dopamine (DA) is a central monoamine neurotransmitter involved in many physiological and pathological processes. A longstanding yet largely unmet goal is to measure DA changes reliably and specifically with high spatiotemporal precision, particularly in animals executing complex behaviors. Here we report the development of novel genetically-encoded GPCR-Activation-Based-DA (GRABDA)sensors that enable these measurements. In response to extracellular DA rises, GRABDA sensors exhibit large fluorescence increases (ΔF/F0~90%) with sub-second kinetics, nanomolar to sub-micromolar affinities, and excellent molecular specificity. Importantly, GRABDA sensors can resolve a single-electrical-stimulus evoked DA release in mouse brain slices, and detect endogenous DA release in the intact brains of flies, fish, and mice. In freely-behaving mice, GRABDA sensors readily report optogenetically-elicited nigrostriatal DA release and depict dynamic mesoaccumbens DA changes during Pavlovian conditioning or during sexual behaviors. Thus, GRABDA sensors enable spatiotemporal precise measurements of DA dynamics in a variety of model organisms while exhibiting complex behaviors.