There is pressing urgency to understand the pathogenesis of the severe acute respiratory syndrome coronavirus clade 2 (SARS-CoV-2), which causes the disease COVID-19. SARS-CoV-2 spike (S) protein binds angiotensin-converting enzyme 2 (ACE2), and in concert with host proteases, principally transmembrane serine protease 2 (TMPRSS2), promotes cellular entry. The cell subsets targeted by SARS-CoV-2 in host tissues and the factors that regulate ACE2 expression remain unknown. Here, we leverage human, non-human primate, and mouse single-cell RNA-sequencing (scRNA-seq) datasets across health and disease to uncover putative targets of SARS-CoV-2 among tissue-resident cell subsets. We identify ACE2 and TMPRSS2 co-expressing cells within lung type II pneumocytes, ileal absorptive enterocytes, and nasal goblet secretory cells. Strikingly, we discovered that ACE2 is a human interferon-stimulated gene (ISG) in vitro using airway epithelial cells and extend our findings to in vivo viral infections. Our data suggest that SARS-CoV-2 could exploit species-specific interferon-driven upregulation of ACE2, a tissue-protective mediator during lung injury, to enhance infection.

Single-cell RNA-seq can precisely resolve cellular states, but applying this method to low-input samples is challenging. Here, we present Seq-Well, a portable, low-cost platform for massively parallel single-cell RNA-seq. Barcoded mRNA capture beads and single cells are sealed in an array of subnanoliter wells using a semipermeable membrane, enabling efficient cell lysis and transcript capture. We use Seq-Well to profile thousands of primary human macrophages exposed to Mycobacterium tuberculosis.

ABSTRACT For decades, identifying the regions of a bacterial chromosome that are necessary for viability has relied on mapping integration sites in libraries of random transposon mutants to find loci that are unable to sustain insertion. To date, these studies have analyzed subsaturated libraries, necessitating the application of statistical methods to estimate the likelihood that a gap in transposon coverage is the result of biological selection and not the stochasticity of insertion. As a result, the essentiality of many genomic features, particularly small ones, could not be reliably assessed. We sought to overcome this limitation by creating a completely saturated transposon library in Mycobacterium tuberculosis . In assessing the composition of this highly saturated library by deep sequencing, we discovered that a previously unknown sequence bias of the Himar1 element rendered approximately 9% of potential TA dinucleotide insertion sites less permissible for insertion. We used a hidden Markov model of essentiality that accounted for this unanticipated bias, allowing us to confidently evaluate the essentiality of features that contained as few as 2 TA sites, including open reading frames (ORF), experimentally identified noncoding RNAs, methylation sites, and promoters. In addition, several essential regions that did not correspond to known features were identified, suggesting uncharacterized functions that are necessary for growth. This work provides an authoritative catalog of essential regions of the M. tuberculosis genome and a statistical framework for applying saturating mutagenesis to other bacteria. IMPORTANCE Sequencing of transposon-insertion mutant libraries has become a widely used tool for probing the functions of genes under various conditions. The Himar1 transposon is generally believed to insert with equal probabilities at all TA dinucleotides, and therefore its absence in a mutant library is taken to indicate biological selection against the corresponding mutant. Through sequencing of a saturated Himar1 library, we found evidence that TA dinucleotides are not equally permissive for insertion. The insertion bias was observed in multiple prokaryotes and influences the statistical interpretation of transposon insertion (TnSeq) data and characterization of essential genomic regions. Using these insights, we analyzed a fully saturated TnSeq library for M. tuberculosis , enabling us to generate a comprehensive catalog of in vitro essentiality, including ORFs smaller than those found in any previous study, small (noncoding) RNAs (sRNAs), promoters, and other genomic features.

Understanding how Mycobacterium tuberculosis is controlled by the body, leading to active disease in only a small fraction of infected individuals, is important for developing medical interventions to prevent and manage disease. Lin et al. now show that infected macaques with active tuberculosis have some sterile granulomas, suggesting immune-mediated control at certain sites of infection. Insight into the mechanisms underlying the heterogeneity of mycobacterial killing may inform vaccine development. Over 30% of the world's population is infected with Mycobacterium tuberculosis (Mtb), yet only ∼5–10% will develop clinical disease1. Despite considerable effort, researchers understand little about what distinguishes individuals whose infection progresses to active tuberculosis (TB) from those whose infection remains latent for decades. The variable course of disease is recapitulated in cynomolgus macaques infected with Mtb2. Active disease occurs in ∼45% of infected macaques and is defined by clinical, microbiologic and immunologic signs, whereas the remaining infected animals are clinically asymptomatic2,3. Here, we use individually marked Mtb isolates and quantitative measures of culturable and cumulative bacterial burden to show that most lung lesions are probably founded by a single bacterium and reach similar maximum burdens. Despite this observation, the fate of individual lesions varies substantially within the same host. Notably, in active disease, the host sterilizes some lesions even while others progress. Our data suggest that lesional heterogeneity arises, in part, through differential killing of bacteria after the onset of adaptive immunity. Thus, individual lesions follow diverse and overlapping trajectories, suggesting that critical responses occur at a lesional level to ultimately determine the clinical outcome of infection. Defining the local factors that dictate outcome will be useful in developing effective interventions to prevent active TB.

While a third of the world carries the burden of tuberculosis, disease control has been hindered by a lack of tools, including a rapid, point-of-care diagnostic and a protective vaccine. In many infectious diseases, antibodies (Abs) are powerful biomarkers and important immune mediators. However, in Mycobacterium tuberculosis (Mtb) infection, a discriminatory or protective role for humoral immunity remains unclear. Using an unbiased antibody profiling approach, we show that individuals with latent tuberculosis infection (Ltb) and active tuberculosis disease (Atb) have distinct Mtb-specific humoral responses, such that Ltb infection is associated with unique Ab Fc functional profiles, selective binding to FcγRIII, and distinct Ab glycosylation patterns. Moreover, compared to Abs from Atb, Abs from Ltb drove enhanced phagolysosomal maturation, inflammasome activation, and, most importantly, macrophage killing of intracellular Mtb. Combined, these data point to a potential role for Fc-mediated Ab effector functions, tuned via differential glycosylation, in Mtb control.

Sarah Fortune and colleagues report that Mycobacterium tuberculosis strains from lineage 2 acquire drug resistance in vitro more rapidly than strains from lineage 4 and show that this correlates with a higher in vivo mutation rate, as estimated from whole-genome sequencing of clinical isolates. They develop a stochastic mathematical model of the within-host evolution of drug resistance, using these mutation rate estimates to predict the rates of emergence of resistance in individuals with tuberculosis. A key question in tuberculosis control is why some strains of M. tuberculosis are preferentially associated with resistance to multiple drugs. We demonstrate that M. tuberculosis strains from lineage 2 (East Asian lineage and Beijing sublineage) acquire drug resistances in vitro more rapidly than M. tuberculosis strains from lineage 4 (Euro-American lineage) and that this higher rate can be attributed to a higher mutation rate. Moreover, the in vitro mutation rate correlates well with the bacterial mutation rate in humans as determined by whole-genome sequencing of clinical isolates. Finally, using a stochastic mathematical model, we demonstrate that the observed differences in mutation rate predict a substantially higher probability that patients infected with a drug-susceptible lineage 2 strain will harbor multidrug-resistant bacteria at the time of diagnosis. These data suggest that interventions to prevent the emergence of drug-resistant tuberculosis should target bacterial as well as treatment-related risk factors.

The development of new drug regimens that allow rapid, sterilizing treatment of tuberculosis has been limited by the complexity and time required for genetic manipulations in Mycobacterium tuberculosis. CRISPR interference (CRISPRi) promises to be a robust, easily engineered and scalable platform for regulated gene silencing. However, in M. tuberculosis, the existing Streptococcus pyogenes Cas9-based CRISPRi system is of limited utility because of relatively poor knockdown efficiency and proteotoxicity. To address these limitations, we screened eleven diverse Cas9 orthologues and identified four that are broadly functional for targeted gene knockdown in mycobacteria. The most efficacious of these proteins, the CRISPR1 Cas9 from Streptococcus thermophilus (dCas9Sth1), typically achieves 20- to 100-fold knockdown of endogenous gene expression with minimal proteotoxicity. In contrast to other CRISPRi systems, dCas9Sth1-mediated gene knockdown is robust when targeted far from the transcriptional start site, thereby allowing high-resolution dissection of gene function in the context of bacterial operons. We demonstrate the utility of this system by addressing persistent controversies regarding drug synergies in the mycobacterial folate biosynthesis pathway. We anticipate that the dCas9Sth1 CRISPRi system will have broad utility for functional genomics, genetic interaction mapping and drug-target profiling in M. tuberculosis. Screening Cas9 orthologues to improve CRISPR interference in mycobacteria identified four that are broadly functional for targeted gene knockdown, one of which (dCas9Sth1) achieves a 20–100-fold knockdown of endogenous gene expression with minimal proteotoxicity.

Sarah Fortune and colleagues report the whole-genome sequencing of Mycobacterium tuberculosis strains isolated from cynomolgus macaques with either active, latent or early reactivation disease. They estimate a similar mutation rate for these disease states in vivo, as well as for the bacterium in vitro. This suggests that M. tuberculosis has a greater mutational rate during latent and early reactivation disease than previously predicted and may be able to acquire drug resistance during these states. Tuberculosis poses a global health emergency, which has been compounded by the emergence of drug-resistant Mycobacterium tuberculosis (Mtb) strains. We used whole-genome sequencing to compare the accumulation of mutations in Mtb isolated from cynomolgus macaques with active, latent or reactivated disease. We sequenced 33 Mtb isolates from nine macaques with an average genome coverage of 93% and an average read depth of 117×. Based on the distribution of SNPs observed, we calculated the mutation rates for these disease states. We found a similar mutation rate during latency as during active disease or in a logarithmically growing culture over the same period of time. The pattern of polymorphisms suggests that the mutational burden in vivo is because of oxidative DNA damage. We show that Mtb continues to acquire mutations during disease latency, which may explain why isoniazid monotherapy for latent tuberculosis is a risk factor for the emergence of isoniazid resistance1,2.

Cells use both deterministic and stochastic mechanisms to generate cell-to-cell heterogeneity, which enables the population to better withstand environmental stress. Here we show that, within a clonal population of mycobacteria, there is deterministic heterogeneity in elongation rate that arises because mycobacteria grow in an unusual, unipolar fashion. Division of the asymmetrically growing mother cell gives rise to daughter cells that differ in elongation rate and size. Because the mycobacterial cell division cycle is governed by time, not cell size, rapidly elongating cells do not divide more frequently than slowly elongating cells. The physiologically distinct subpopulations of cells that arise through asymmetric growth and division are differentially susceptible to clinically important classes of antibiotics.

The ESX-1 locus is a region critical for full virulence in Mycobacterium tuberculosis , which encodes two secreted proteins as well as other genes involved in their secretion. The mechanism of secretion of the two proteins, ESAT-6 and CFP-10, and their function remain unknown. Using proteomic methods to search for additional proteins secreted by the ESX-1 locus, we discovered that a protein encoded by a chromosomally unlinked gene, espA , is also secreted by strains that contain the ESX-1 locus but not by strains with ESX-1 deletions. Mutations in individual ESX-1 genes, including those that encode ESAT-6 and CFP-10, were found to block EspA secretion. Surprisingly, mutants that lack espA reciprocally failed to secrete ESAT-6 and CFP-10 and were as attenuated as ESX-1 mutants in virulence assays. The results indicate that secretion of these proteins, which are each critical for virulence of pathogenic mycobacteria, is mutually dependent. The results further suggest that discerning the nature of the interaction and the structure of macromolecular complexes will provide insights into both an alternative mechanism of protein secretion and mycobacterial virulence.