In vitro cancer cultures, including three-dimensional organoids, typically contain exclusively neoplastic epithelium but require artificial reconstitution to recapitulate the tumor microenvironment (TME). The co-culture of primary tumor epithelia with endogenous, syngeneic tumor-infiltrating lymphocytes (TILs) as a cohesive unit has been particularly elusive. Here, an air-liquid interface (ALI) method propagated patient-derived organoids (PDOs) from >100 human biopsies or mouse tumors in syngeneic immunocompetent hosts as tumor epithelia with native embedded immune cells (T, B, NK, macrophages). Robust droplet-based, single-cell simultaneous determination of gene expression and immune repertoire indicated that PDO TILs accurately preserved the original tumor T cell receptor (TCR) spectrum. Crucially, human and murine PDOs successfully modeled immune checkpoint blockade (ICB) with anti-PD-1- and/or anti-PD-L1 expanding and activating tumor antigen-specific TILs and eliciting tumor cytotoxicity. Organoid-based propagation of primary tumor epithelium en bloc with endogenous immune stroma should enable immuno-oncology investigations within the TME and facilitate personalized immunotherapy testing.

Wnt/β-catenin signaling plays a key role in the pathogenesis of colon and other cancers; emerging evidence indicates that oncogenic β-catenin regulates several biological processes essential for cancer initiation and progression. To decipher the role of β-catenin in transformation, we classified β-catenin activity in 85 cancer cell lines in which we performed genome-scale loss-of-function screens and found that β-catenin active cancers are dependent on a signaling pathway involving the transcriptional regulator YAP1. Specifically, we found that YAP1 and the transcription factor TBX5 form a complex with β-catenin. Phosphorylation of YAP1 by the tyrosine kinase YES1 leads to localization of this complex to the promoters of antiapoptotic genes, including BCL2L1 and BIRC5. A small-molecule inhibitor of YES1 impeded the proliferation of β-catenin-dependent cancers in both cell lines and animal models. These observations define a β-catenin-YAP1-TBX5 complex essential to the transformation and survival of β-catenin-driven cancers.

Modeling and documenting malignant progression in vitro without the need for in vivo transplantation represents a clear step forward for cancer investigation. Using an air-liquid interface methodology, Xingnan Li and colleagues show they can robustly model a range of gastrointestinal malignancies from pancreas, stomach and colon in primary epithelial/mesenchymal organoid culture. This setup is able to generate detailed histologic endpoints for oncogenic transformation in vitro and demonstrate in vivo tumorigenicity when the organoids are transplanted. The application of primary organoid cultures containing epithelial and mesenchymal elements to cancer modeling holds promise for combining the accurate multilineage differentiation and physiology of in vivo systems with the facile in vitro manipulation of transformed cell lines. Here we used a single air-liquid interface culture method without modification to engineer oncogenic mutations into primary epithelial and mesenchymal organoids from mouse colon, stomach and pancreas. Pancreatic and gastric organoids exhibited dysplasia as a result of expression of Kras carrying the G12D mutation (KrasG12D), p53 loss or both and readily generated adenocarcinoma after in vivo transplantation. In contrast, primary colon organoids required combinatorial Apc, p53, KrasG12D and Smad4 mutations for progressive transformation to invasive adenocarcinoma-like histology in vitro and tumorigenicity in vivo, recapitulating multi-hit models of colorectal cancer (CRC), as compared to the more promiscuous transformation of small intestinal organoids. Colon organoid culture functionally validated the microRNA miR-483 as a dominant driver oncogene at the IGF2 (insulin-like growth factor-2) 11p15.5 CRC amplicon, inducing dysplasia in vitro and tumorigenicity in vivo. These studies demonstrate the general utility of a highly tractable primary organoid system for cancer modeling and driver oncogene validation in diverse gastrointestinal tissues.

Rates of cell proliferation in the vertebrate intestinal epithelium are modulated by intrinsic signaling pathways and extrinsic cues. Here, we report that epithelial cell proliferation in the developing zebrafish intestine is stimulated both by the presence of the resident microbiota and by activation of Wnt signaling. We find that the response to microbial proliferation-promoting signals requires Myd88 but not TNF receptor, implicating host innate immune pathways but not inflammation in the establishment of homeostasis in the developing intestinal epithelium. We show that loss of axin1 , a component of the β-catenin destruction complex, results in greater than WT levels of intestinal epithelial cell proliferation. Compared with conventionally reared axin1 mutants, germ-free axin1 mutants exhibit decreased intestinal epithelial cell proliferation, whereas monoassociation with the resident intestinal bacterium Aeromonas veronii results in elevated epithelial cell proliferation. Disruption of β-catenin signaling by deletion of the β-catenin coactivator tcf4 partially decreases the proliferation-promoting capacity of A. veronii . We show that numbers of intestinal epithelial cells with cytoplasmic β-catenin are reduced in the absence of the microbiota in both WT and axin1 mutants and elevated in animals’ monoassociated A. veronii . Collectively, these data demonstrate that resident intestinal bacteria enhance the stability of β-catenin in intestinal epithelial cells and promote cell proliferation in the developing vertebrate intestine.

We established a genome-wide compendium of somatic mutation events in 3949 whole cancer genomes representing 19 tumor types. Protein-coding events captured well-established drivers. Noncoding events near tissue-specific genes, such as ALB in the liver or KLK3 in the prostate, characterized localized passenger mutation patterns and may reflect tumor-cell-of-origin imprinting. Noncoding events in regulatory promoter and enhancer regions frequently involved cancer-relevant genes such as BCL6 , FGFR2 , RAD51B , SMC6 , TERT , and XBP1 and represent possible drivers. Unlike most noncoding regulatory events, XBP1 mutations primarily accumulated outside the gene’s promoter, and we validated their effect on gene expression using CRISPR-interference screening and luciferase reporter assays. Broadly, our study provides a blueprint for capturing mutation events across the entire genome to guide advances in biological discovery, therapies, and diagnostics.

Abstract Genome sequencing studies have identified millions of somatic variants in cancer, but their phenotypic impact remains challenging to predict. Current experimental approaches to distinguish between functionally impactful and neutral variants require customized phenotypic assays that often report on average effects, and are not easily scaled. Here, we develop a generalizable, high-dimensional, and scalable approach to functionally assess variant impact in single cells by pooled Perturb-seq. Specifically, we assessed the impact of 200 TP53 and KRAS variants in >300,000 single lung cancer cells, and used the profiles to categorize variants into phenotypic subsets to distinguish gain-of-function, loss-of-function and dominant negative variants, which we validated by comparison to orthogonal assays. Surprisingly, KRAS variants did not merely fit into discrete functional categories, but rather spanned a continuum of gain-of-function phenotypes driven by quantitative shifts in cell composition at the single cell level. We further discovered novel gain-of-function KRAS variants whose impact could not have been predicted solely by their occurrence in patient samples. Our work provides a scalable, gene-agnostic method for coding variant impact phenotyping, which can be applied in cancer and other diseases driven by somatic or germline coding mutations.

Understanding the functional consequences of single-nucleotide variants is critical to uncovering the genetic underpinnings of diseases, but technologies to characterize variants are limiting. Here we leverage CRISPR-Cas9 cytosine base editors in pooled screens to scalably assay variants at endogenous loci in mammalian cells. We benchmark the performance of base editors in positive and negative selection screens and identify known loss-of-function mutations in BRCA1 and BRCA2 with high precision. To demonstrate the utility of base editor screens to probe small molecule-protein interactions, we conduct screens with BH3 mimetics and PARP inhibitors and identify point mutations that confer drug sensitivity or resistance. Finally, we create a library of 52,034 clinically-observed variants in 3,584 genes and conduct screens in the presence of cellular stressors, identifying loss-of-function variants in numerous DNA damage repair genes. We anticipate that this screening approach will be broadly useful to readily and scalably functionalize genetic variants.

Genes required for tumor proliferation and survival (dependencies) are challenging to predict from cancer genome data, but are of high therapeutic value. We developed an algorithm (network purifying selection [NPS]) that aggregates weak signals of purifying selection across a gene’s first order protein-protein interaction network. We applied NPS to 4,742 tumor genomes to show that a gene’s NPS score is predictive of whether it is a dependency and validated 58 NPS-predicted dependencies in six cancer cell lines. Importantly, we demonstrate that leveraging NPS predictions to execute targeted CRISPR screens is a powerful, highly cost-efficient approach for identifying and validating dependencies quickly, because it eliminates the substantial experimental overhead required for whole-genome screening.

A key challenge of the modern genomics era is developing data-driven representations of gene function. Here, we present the first unbiased morphology-based genome-wide perturbation atlas in human cells, containing three genome-scale genotype-phenotype maps comprising >20,000 single-gene CRISPR-Cas9-based knockout experiments in >30 million cells. Our optical pooled cell profiling approach (PERISCOPE) combines a de-stainable high-dimensional phenotyping panel (based on Cell Painting1,2) with optical sequencing of molecular barcodes and a scalable open-source analysis pipeline to facilitate massively parallel screening of pooled perturbation libraries. This approach provides high-dimensional phenotypic profiles of individual cells, while simultaneously enabling interrogation of subcellular processes. Our atlas reconstructs known pathways and protein-protein interaction networks, identifies culture media-specific responses to gene knockout, and clusters thousands of human genes by phenotypic similarity. Using this atlas, we identify the poorly-characterized disease-associated transmembrane protein TMEM251/LYSET as a Golgi-resident protein essential for mannose-6-phosphate-dependent trafficking of lysosomal enzymes, showing the power of these representations. In sum, our atlas and screening technology represent a rich and accessible resource for connecting genes to cellular functions at scale.