Abstract Tracking active transcription with the nuclear run-on (NRO) assays has been instrumental in uncovering mechanisms of gene regulation. The coupling of NROs with high-throughput sequencing has facilitated the discovery of previously unannotated or undetectable RNA classes genome-wide. Precision run-on sequencing (PRO-seq) is a run-on variant that maps polymerase active sites with nucleotide or near-nucleotide resolution. One main drawback to this and many other nascent RNA detection methods is the somewhat intimidating multi-day workflow associated with creating the libraries suitable for high-throughput sequencing. Here, we present an improved PRO-seq protocol where many of the enzymatic steps are carried out while the biotinylated NRO RNA remains bound to streptavidin-coated magnetic beads. These adaptations reduce time, sample loss and RNA degradation, and we demonstrate that the resulting libraries are of the same quality as libraries generated using the original published protocol. The assay is also more sensitive which permits reproducible, high-quality libraries from 10 4 –10 5 cells instead of 10 6 –10 7 . Altogether, the improved protocol is more tractable allows for nascent RNA profiling from small samples, such as rare samples or FACS sorted cell populations.

Abstract Mobile elements and highly repetitive genomic regions are potent sources of lineage-specific genomic innovation and fingerprint individual genomes. Comprehensive analyses of large, composite or arrayed repeat elements and those found in more complex regions of the genome require a complete, linear genome assembly. Here we present the first de novo repeat discovery and annotation of a complete human reference genome, T2T-CHM13v1.0. We identified novel satellite arrays, expanded the catalog of variants and families for known repeats and mobile elements, characterized new classes of complex, composite repeats, and provided comprehensive annotations of retroelement transduction events. Utilizing PRO-seq to detect nascent transcription and nanopore sequencing to delineate CpG methylation profiles, we defined the structure of transcriptionally active retroelements in humans, including for the first time those found in centromeres. Together, these data provide expanded insight into the diversity, distribution and evolution of repetitive regions that have shaped the human genome.

ABSTRACT The identity of dividing cells is challenged during mitosis, as transcription is halted and chromatin architecture drastically altered. How cell type-specific gene expression and genomic organization are faithfully reset upon G1 entry in daughter cells remains elusive. To address this issue, we characterized at a genome-wide scale the dynamic transcriptional and architectural resetting of mouse pluripotent stem cells (PSCs) upon mitotic exit. This revealed distinct patterns of transcriptional reactivation with rapid induction of stem cell genes and their enhancers, a more gradual recovery of metabolic and cell cycle genes, and a weak and transient activation of lineage-specific genes only during G1. Topological reorganization also occurred in an asynchronous manner and associated with the levels and kinetics of transcriptional reactivation. Chromatin interactions around active promoters and enhancers, and particularly super enhancers, reformed at a faster rate than CTCF/Cohesin-bound structural loops. Interestingly, regions with mitotic retention of the active histone mark H3K27ac and/or specific DNA binding factors showed faster transcriptional and architectural resetting, and chemical inhibition of H3K27 acetylation specifically during mitosis abrogated rapid reactivation of H3K27ac-bookmarked genes. Finally, we observed a contact between the promoter of an endoderm master regulator, Gata6 , and a novel enhancer which was preestablished in PSCs and preserved during mitosis. Our study provides an integrative map of the topological and transcriptional changes that lead to the resetting of pluripotent stem cell identity during mitotic exit, and reveals distinct patterns and features that balance the dual requirements for self-renewal and differentiation.

ABSTRACT Angelman syndrome (AS) is a severe neurodevelopmental disorder caused by the loss of function from the maternal allele of UBE3A , a gene encoding an E3 ubiquitin ligase. UBE3A is only expressed from the maternally-inherited allele in mature human neurons due to tissue-specific genomic imprinting. Imprinted expression of UBE3A is restricted to neurons by expression of UBE3A antisense transcript ( UBE3A-ATS ) from the paternally-inherited allele, which silences the paternal allele of UBE3A in cis . However, the mechanism restricting UBE3A-ATS expression and UBE3A imprinting to neurons is not understood. We used CRISPR/Cas9-mediated genome editing to functionally define a bipartite boundary element critical for neuron-specific expression of UBE3A-ATS in humans. Removal of this element led to upregulation of UBE3A-ATS without repressing paternal UBE3A . However, increasing expression of UBE3A-ATS in the absence of the boundary element resulted in full repression of paternal UBE3A , demonstrating that UBE3A imprinting requires both the loss of function from the boundary element as well as upregulation of UBE3A-ATS . These results suggest that manipulation of the competition between UBE3A-ATS and UBE3A may provide a potential therapeutic approach for AS. SIGNIFICANCE STATEMENT Angelman syndrome is a neurodevelopmental disorder caused by loss of function from the maternal allele of UBE3A, an imprinted gene. The paternal allele of UBE3A is silenced by a long, non-coding antisense transcript in mature neurons. We have identified a boundary element that stops the transcription of the antisense transcript in human pluripotent stem cells, and thus restricts UBE3A imprinted expression to neurons. We further determined that UBE3A imprinting requires both the loss of the boundary function and sufficient expression of the antisense transcript to silence paternal UBE3A . These findings provide essential details about the mechanisms of UBE3A imprinting that may suggest additional therapeutic approaches for Angelman syndrome.

Abstract Following cell division, genomes must reactivate gene expression patterns that reflect the identity of the cell. Here, we use PRO-seq to examine the mechanisms that reestablish transcription patterns after mitosis. We uncover regulation of the transcription cycle at multiple steps including initiation, promoter-proximal pause positioning and escape, poly-A site cleavage and termination during the mitotic-G1 transition. During mitosis, RNA polymerase activity is retained at initiation sites, albeit shifted in position relative to non-mitotic cells. This activity is strongly linked to maintenance of local chromatin architecture during mitosis and is more predictive of rapid gene reactivation than histone modifications previously associated with bookmarking. These molecular bookmarks, combined with sequence-specific transcription factors, direct expression of select cell growth and cell specific genes during mitosis followed by reactivation of functional gene groups with distinct kinetics after mitosis. This study details how dynamic regulation of transcription at multiple steps contributes to gene expression during the cell cycle.