Abstract DNA methylation is a fundamental epigenetic mark that governs chromatin organization, cell identity, and gene expression. Here we describe a human methylome atlas, based on deep whole-genome bisulfite sequencing allowing fragment-level analysis across thousands of unique markers for 39 cell types sorted from 207 healthy tissue samples. Replicates of the same cell-type are >99.5% identical, demonstrating robustness of cell identity programs to genetic variation and environmental perturbation. Unsupervised clustering of the atlas recapitulates key elements of tissue ontogeny, and identifies methylation patterns retained since gastrulation. Loci uniquely unmethylated in an individual cell type often reside in transcriptional enhancers and contain DNA binding sites for tissue-specific transcriptional regulators. Uniquely hyper-methylated loci are rare and are enriched for CpG islands, polycomb targets, and CTCF binding sites, suggesting a novel role in shaping cell type-specific chromatin looping. The atlas provides an essential resource for interpretation of disease-associated genetic variants, and a wealth of potential tissue-specific biomarkers for use in liquid biopsies. Summary paragraph DNA methylation, a fundamental epigenetic mark, governs chromatin organization and gene expression 1 , thus defining the molecular identity of cells and providing a window into developmental processes with wide-ranging physiologic and clinical ramifications. Current DNA methylation datasets have limitations, typically including only a fraction of methylation sites, many from cell lines that underwent massive changes in culture or from tissues containing unspecified mixtures of cells 2–6 . We present a human methylome atlas based on deep whole-genome bisulfite sequencing of 39 sorted, primary cell types and use this dataset to address fundamental questions in developmental biology, physiology and pathology. Biological replicates are >99.5% identical, demonstrating unappreciated robustness to genetic variation and environmental perturbations. Clustering recapitulates key elements of tissue ontogeny, identifying methylation patterns retained since gastrulation. Loci uniquely unmethylated in individual cell types identify novel transcriptional enhancers and are enriched for tissue-specific transcription factors binding motifs. In contrast, loci uniquely hyper-methylated in specific cell types are rare, enriched for CpG islands and polycomb targets, and overlap CTCF binding sites, suggesting a novel role in shaping cell-type-specific chromatin looping. Finally, the atlas facilitates fragment-level deconvolution of tissue and plasma methylomes across thousands of cell-type specific regions to quantify their individual components at unprecedented resolution. The human cell-type-specific methylation atlas provides an essential resource for studying gene regulation by defining cell-type-specific distal enhancers and regulators of 3D organization, for identifying pathological changes in DNA methylation, and for the interpretation of methylation-based liquid biopsies. A deep methylation atlas of 39 human cell types, sorted from healthy samples Methylomes record developmental history of cells Thousands of novel cell type-specific methylation markers Hypo-methylation uncovers cell type-specific regulatory map of distal enhancers Hyper-methylation across CTCF sites Cell type-specific biomarkers facilitate fragment-level deconvolution of tissues and cfDNA

Abstract The Oxford Nanopore (ONT) platform provides portable and rapid genome sequencing, and its ability to natively profile DNA methylation without complex sample processing is attractive for clinical sequencing. We recently demonstrated ONT shallow whole-genome sequencing to detect copy number alterations (CNA) from the circulating tumor DNA (ctDNA) of cancer patients. Here, we show that cell-type and cancer-specific methylation changes can also be detected, as well as cancer-associated fragmentation signatures. This feasibility study suggests that ONT shallow WGS could be a powerful tool for liquid biopsy, especially real-time medical applications.

Blood cell-free DNA (cfDNA) is derived from fragmented chromatin in dying cells. As such, it remains associated with histones that may retain the covalent modifications present in the cell of origin. Until now this rich epigenetic information carried by cell-free nucleosomes has not been explored at the genome level. Here, we perform ChIP-seq of cell free nucleosomes (cfChIP-seq) directly from human blood plasma to sequence DNA fragments from nucleosomes carrying specific chromatin marks. We assay a cohort of healthy subjects and patients and use cfChIP-seq to generate rich sequencing libraries from low volumes of blood. We find that cfChIP-seq of chromatin marks associated with active transcription recapitulates ChIP-seq profiles of the same marks in the tissue of origin, and reflects gene activity in these cells of origin. We demonstrate that cfChIP-seq detects changes in expression programs in patients with heart and liver injury or cancer. cfChIP-seq opens a new window into normal and pathologic tissue dynamics with far-reaching implications for biology and medicine.

Abstract Blood cell counts often fail to report on immune processes occurring in remote tissues. Here we use immune cell type-specific methylation patterns in circulating cell-free DNA (cfDNA) for studying human immune cell dynamics. We characterized cfDNA released from specific immune cell types in healthy individuals (N=242), cross sectionally and longitudinally. Immune cfDNA levels had no individual steady state as opposed to blood cell counts, suggesting that cfDNA concentration reflects adjustment of cell survival to maintain homeostatic cell numbers. We also observed selective elevation of immune-derived cfDNA upon perturbations of immune homeostasis. Following influenza vaccination (N=92), B-cell-derived cfDNA levels increased prior to elevated B-cell counts and predicted efficacy of antibody production. Patients with Eosinophilic Esophagitis (N=21) and B-cell lymphoma (N=27) showed selective elevation of eosinophil and B-cell cfDNA respectively, which were undetectable by cell counts in blood. Immune-derived cfDNA provides a novel biomarker for monitoring immune responses to physiological and pathological processes that are not accessible using conventional methods.