Gene editing in induced pluripotent stem (iPS) cells has been hailed to enable new cell therapies for various monogenetic diseases including dystrophic epidermolysis bullosa (DEB). However, manufacturing, efficacy and safety roadblocks have limited the development of genetically corrected, autologous iPS cell-based therapies.We developed Dystrophic Epidermolysis Bullosa Cell Therapy (DEBCT), a new generation GMP-compatible (cGMP), reproducible, and scalable platform to produce autologous clinical-grade iPS cell-derived organotypic induced skin composite (iSC) grafts to treat incurable wounds of patients lacking type VII collagen (C7). DEBCT uses a combined high-efficiency reprogramming and CRISPR-based genetic correction single step to generate genome scar-free, COL7A1 corrected clonal iPS cells from primary patient fibroblasts. Validated iPS cells are converted into epidermal, dermal and melanocyte progenitors with a novel 2D organoid differentiation protocol, followed by CD49f enrichment and expansion to minimize maturation heterogeneity. iSC product characterization by single cell transcriptomics was followed by mouse xenografting for disease correcting activity at 1 month and toxicology analysis at 1-6 months. Culture-acquired mutations, potential CRISPR-off targets, and cancer-driver variants were evaluated by targeted and whole genome sequencing.iPS cell-derived iSC grafts were reproducibly generated from four recessive DEB patients with different pathogenic mutations. Organotypic iSC grafts onto immune-compromised mice developed into stable stratified skin with functional C7 restoration. Single cell transcriptomic characterization of iSCs revealed prominent holoclone stem cell signatures in keratinocytes and the recently described Gibbin-dependent signature in dermal fibroblasts. The latter correlated with enhanced graftability. Multiple orthogonal sequencing and subsequent computational approaches identified random and non-oncogenic mutations introduced by the manufacturing process. Toxicology revealed no detectable tumors after 3-6 months in DEBCT-treated mice.DEBCT successfully overcomes previous roadblocks and represents a robust, scalable, and safe cGMP manufacturing platform for production of a CRISPR-corrected autologous organotypic skin graft to heal DEB patient wounds.

Abstract We present Dystrophic Epidermolysis Bullosa Cell Therapy (DEBCT), a scalable platform producing autologous organotypic iPS cell-derived induced skin composite (iSC) grafts for definitive treatment. Clinical-grade manufacturing integrates CRISPR-mediated genetic correction with reprogramming into one step, accelerating derivation of COL7A1 -edited iPS cells from patients. Differentiation into epidermal, dermal and melanocyte progenitors is followed by CD49f-enrichment, minimizing maturation heterogeneity. Mouse xenografting of iSCs from four patients with different mutations demonstrates disease modifying activity at 1 month. Next-generation sequencing, biodistribution and tumorigenicity assays establish a favorable safety profile at 1-9 months. Single cell transcriptomics reveals that iSCs are composed of the major skin cell lineages and include prominent holoclone stem cell-like signatures of keratinocytes, and the recently described Gibbin-dependent signature of fibroblasts. The latter correlates with enhanced graftability of iSCs. In conclusion, DEBCT overcomes manufacturing and safety roadblocks and establishes a reproducible, safe, and cGMP-compatible therapeutic approach to heal lesions of DEB patients.

Human pluripotent stem cell-derived tissue engineering offers great promise in designer cell-based personalized therapeutics. To harness such potential, a broader approach requires a deeper understanding of tissue-level interactions. We previously developed a manufacturing system for the ectoderm-derived skin epithelium for cell replacement therapy. However, it remains challenging to manufacture the endoderm-derived esophageal epithelium, despite both possessing similar stratified structure. Here we employ single cell and spatial technologies to generate a spatiotemporal multi-omics cell atlas for human esophageal development. We illuminate the cellular diversity, dynamics and signal communications for the developing esophageal epithelium and stroma. Using the machine-learning based Manatee, we prioritize the combinations of candidate human developmental signals for in vitro derivation of esophageal basal cells. Functional validation of the Manatee predictions leads to a clinically-compatible system for manufacturing human esophageal mucosa. Our approach creates a versatile platform to accelerate human tissue manufacturing for future cell replacement therapies to treat human genetic defects and wounds.

Tissue development results from lineage-specific transcription factors (TF) programming a dynamic chromatin landscape through progressive cell fate transitions. Here, we interrogate the epigenomic landscape during epidermal differentiation and create an inference network that ranks the coordinate effects of TF-accessible regulatory element-target gene expression triplets on lineage commitment. We discover two critical transition periods: surface ectoderm initiation and keratinocyte maturation, and identify TFAP2C and p63 as lineage initiation and maturation factors, respectively. Surprisingly, we find that TFAP2C, and not p63, is sufficient to initiate surface ectoderm differentiation, with TFAP2C-initiated progenitor cells capable of maturing into functional keratinocytes. Mechanistically, TFAP2C primes the surface ectoderm chromatin landscape and induces p63 expression and binding sites, thus allowing maturation factor p63 to positively auto-regulate its expression and close a subset of the TFAP2C-initiated early program. Our work provides a general framework to infer TF networks controlling chromatin transitions that will facilitate future regenerative medicine advances.

Human embryonic stem cell (hESC) differentiation promises advances in regenerative medicine(1-3), yet conversion of hESCs into tissues such as keratinocytes requires a better understanding of epigenetic interactions between the inductive morphogens retinoic acid (RA) and bone morphogenetic protein 4 (BMP), and the master regulator p63(4,5). Here we develop a robust, defined, keratinocyte differentiation system, and use a multi-dimensional genomics approach to interrogate the contributions of the morphogens and lineage selector to chromatin dynamics during early surface ectoderm commitment. In stark contrast to other master regulators(6-9), we find using p63 gain and loss of function hESC lines, that p63 effects major transcriptional changes only after morphogenetic action. Morphogens alter chromatin accessibility and histone modifications, establishing an epigenetic landscape for p63 to modify. In turn, p63 closes chromatin accessibility and promotes the accumulation of repressive H3K27me3 histone modifications at sites distal to where it binds. Surprisingly, cohesin HiChIP(10) visualization of genome-wide chromosome conformation reveals that both p63 and the morphogens contribute to dynamic long-range genomic interactions that increase the probability of negative transcriptional regulation at p63 target loci. p63-regulated accessibility, not H3K27me3 deposition, appears to drive early transcriptional changes. We illustrate morphogen-selector interactions by studying p63 negative feedback regulation of TFAP2C(11), whereby disruption of the single p63 binding site results in a loss of p63-mediated transcriptional control and dramatic increases in TFAP2C and p63 expression. Our study reveals the unexpected dependency of p63 on morphogenetic signaling to control long-range chromatin interactions during tissue specification and provides novel insights into how master regulators specify diverse morphological outcomes.