Gene editing in induced pluripotent stem (iPS) cells has been hailed to enable new cell therapies for various monogenetic diseases including dystrophic epidermolysis bullosa (DEB). However, manufacturing, efficacy and safety roadblocks have limited the development of genetically corrected, autologous iPS cell-based therapies.We developed Dystrophic Epidermolysis Bullosa Cell Therapy (DEBCT), a new generation GMP-compatible (cGMP), reproducible, and scalable platform to produce autologous clinical-grade iPS cell-derived organotypic induced skin composite (iSC) grafts to treat incurable wounds of patients lacking type VII collagen (C7). DEBCT uses a combined high-efficiency reprogramming and CRISPR-based genetic correction single step to generate genome scar-free, COL7A1 corrected clonal iPS cells from primary patient fibroblasts. Validated iPS cells are converted into epidermal, dermal and melanocyte progenitors with a novel 2D organoid differentiation protocol, followed by CD49f enrichment and expansion to minimize maturation heterogeneity. iSC product characterization by single cell transcriptomics was followed by mouse xenografting for disease correcting activity at 1 month and toxicology analysis at 1-6 months. Culture-acquired mutations, potential CRISPR-off targets, and cancer-driver variants were evaluated by targeted and whole genome sequencing.iPS cell-derived iSC grafts were reproducibly generated from four recessive DEB patients with different pathogenic mutations. Organotypic iSC grafts onto immune-compromised mice developed into stable stratified skin with functional C7 restoration. Single cell transcriptomic characterization of iSCs revealed prominent holoclone stem cell signatures in keratinocytes and the recently described Gibbin-dependent signature in dermal fibroblasts. The latter correlated with enhanced graftability. Multiple orthogonal sequencing and subsequent computational approaches identified random and non-oncogenic mutations introduced by the manufacturing process. Toxicology revealed no detectable tumors after 3-6 months in DEBCT-treated mice.DEBCT successfully overcomes previous roadblocks and represents a robust, scalable, and safe cGMP manufacturing platform for production of a CRISPR-corrected autologous organotypic skin graft to heal DEB patient wounds.

Abstract We present Dystrophic Epidermolysis Bullosa Cell Therapy (DEBCT), a scalable platform producing autologous organotypic iPS cell-derived induced skin composite (iSC) grafts for definitive treatment. Clinical-grade manufacturing integrates CRISPR-mediated genetic correction with reprogramming into one step, accelerating derivation of COL7A1 -edited iPS cells from patients. Differentiation into epidermal, dermal and melanocyte progenitors is followed by CD49f-enrichment, minimizing maturation heterogeneity. Mouse xenografting of iSCs from four patients with different mutations demonstrates disease modifying activity at 1 month. Next-generation sequencing, biodistribution and tumorigenicity assays establish a favorable safety profile at 1-9 months. Single cell transcriptomics reveals that iSCs are composed of the major skin cell lineages and include prominent holoclone stem cell-like signatures of keratinocytes, and the recently described Gibbin-dependent signature of fibroblasts. The latter correlates with enhanced graftability of iSCs. In conclusion, DEBCT overcomes manufacturing and safety roadblocks and establishes a reproducible, safe, and cGMP-compatible therapeutic approach to heal lesions of DEB patients.

Immunotherapy is a treatment for many types of cancer, primarily due to deep and durable clinical responses mediated by immune checkpoint blockade (ICB)[1][1], [2][2]. Prostate cancer is a notable exception in that it is generally unresponsive to ICB. The standard treatment for advanced prostate cancer is androgen-deprivation therapy (ADT), a form of castration (CTX). ADT is initially effective, but over time patients eventually develop castration-resistant prostate cancer (CRPC). Here, we focused on defining tumor-cell intrinsic factors that contribute to prostate cancer progression and resistance to immunotherapy. We analyzed cancer cells isolated from castration-sensitive and castration-resistant prostate tumors, and discovered that castration resulted in significant secretion of Interleukin-8 (IL-8) and it’s likely murine homolog Cxcl15. These chemokines drove subsequent intra-tumoral infiltration with polymorphonuclear myeloid-derived suppressor cells (PMN-MDSCs), promoting tumor progression. PMN-MDSC infiltration was abrogated when IL-8 was deleted from prostate cancer epithelial cells using CRISPR/Cas9, or when PMN-MDSC migration was blocked with antibodies against the IL-8 receptor CXCR2. Blocking PMN-MDSC infiltration in combination with anti-CTLA-4 delayed the onset of castration resistance and increased the density of polyfunctional CD8 T cells in tumors. Taken together, our findings establish castration-mediated IL-8 secretion and subsequent PMN-MDSC infiltration as a key suppressive mechanism in the progression of prostate cancer. Targeting of the IL-8/CXCR2 axis around the time of ADT, in combination with ICB, represents a novel therapeutic approach to delay prostate cancer progression to advanced disease. [1]: #ref-1 [2]: #ref-2