We introduce a measure of the local density of chirality of the electromagnetic field. This optical chirality determines the asymmetry in the rates of excitation between a small chiral molecule and its mirror image, and applies to molecules in electromagnetic fields with arbitrary spatial dependence. A continuity equation for optical chirality in the presence of material currents describes the flow of chirality, in a manner analogous to the Poynting theorem for electromagnetic energy. "Superchiral" solutions to Maxwell's equations show larger chiral asymmetry, in some regions of space, than is found in circularly polarized plane waves.

A combination of a sensitive blue light–gated channelrhodopsin actuator and red-shifted Arch-based voltage sensors allows all-optical electrophysiology without cross-talk in cultured neurons or brain slices. All-optical electrophysiology—spatially resolved simultaneous optical perturbation and measurement of membrane voltage—would open new vistas in neuroscience research. We evolved two archaerhodopsin-based voltage indicators, QuasAr1 and QuasAr2, which show improved brightness and voltage sensitivity, have microsecond response times and produce no photocurrent. We engineered a channelrhodopsin actuator, CheRiff, which shows high light sensitivity and rapid kinetics and is spectrally orthogonal to the QuasArs. A coexpression vector, Optopatch, enabled cross-talk–free genetically targeted all-optical electrophysiology. In cultured rat neurons, we combined Optopatch with patterned optical excitation to probe back-propagating action potentials (APs) in dendritic spines, synaptic transmission, subcellular microsecond-timescale details of AP propagation, and simultaneous firing of many neurons in a network. Optopatch measurements revealed homeostatic tuning of intrinsic excitability in human stem cell–derived neurons. In rat brain slices, Optopatch induced and reported APs and subthreshold events with high signal-to-noise ratios. The Optopatch platform enables high-throughput, spatially resolved electrophysiology without the use of conventional electrodes.

Light waves tuned to rotate more sharply than circularly polarized light can better discriminate between chiral molecules.

This paper describes an experimentally simple system for measuring rates of electron transport across organic thin films having a range of molecular structures. The system uses a metal−insulator−metal junction based on self-assembled monolayers (SAMs); it is particularly easy to assemble. The junction consists of a SAM supported on a silver film (Ag-SAM(1)) in contact with a second SAM supported on the surface of a drop of mercury (Hg-SAM(2))that is, a Ag-SAM(1)SAM(2)-Hg junction. SAM(1) and SAM(2) can be derived from the same or different thiols. The current that flowed across junctions with SAMs of aliphatic thiols or aromatic thiols on Ag and a SAM of hexadecane thiol on Hg depended both on the molecular structure and on the thickness of the SAM on Ag: the current density at a bias of 0.5 V ranged from 2 × 10-10 A/cm2 for HS(CH2)15CH3 on Ag to 1 × 10-6 A/cm2 for HS(CH2)7CH3 on Ag, and from 3 × 10-6 A/cm2 for HS(Ph)3H (Ph = 1,4-C6H4) on Ag to 7 × 10-4 A/cm2 for HSPhH on Ag. The current density increased roughly linearly with the area of contact between SAM(1) and SAM(2), and it was not different between Ag films that were 100 or 200 nm thick. The current−voltage curves were symmetrical around V = 0. The current density decreased with increasing distance between the electrodes according to the relation I = I0e-βdAg,Hg, where dAg,Hg is the distance between the electrodes, and β is the structure-dependent attenuation factor for the molecules making up SAM(1). At an applied potential of 0.5 V, β was 0.87 ± 0.1 Å-1 for alkanethiols, 0.61 ± 0.1 Å-1 for oligophenylene thiols, and 0.67 ± 0.1 Å-1 for benzylic derivatives of oligophenylene thiols. The values of β did not depend significantly on applied potential over the range of 0.1 to 1 V. These junctions provide a test bed with which to screen the intrinsic electrical properties of SAMs made up of molecules with different structures; information obtained using these junctions will be useful in correlating molecular structure and rates of electron transport.

The microbial rhodopsin protein, Archaerhodopsin 3, can function as a rapid and highly sensitive genetically encoded voltage indicator in mammalian cells that is capable of detecting single action potentials with a signal-to-noise ratio greater than 10. A mutant lacking proton pumping displays greater sensitivity but a slowed response. Reliable optical detection of single action potentials in mammalian neurons has been one of the longest-standing challenges in neuroscience. Here we achieved this goal by using the endogenous fluorescence of a microbial rhodopsin protein, Archaerhodopsin 3 (Arch) from Halorubrum sodomense, expressed in cultured rat hippocampal neurons. This genetically encoded voltage indicator exhibited an approximately tenfold improvement in sensitivity and speed over existing protein-based voltage indicators, with a roughly linear twofold increase in brightness between −150 mV and +150 mV and a sub-millisecond response time. Arch detected single electrically triggered action potentials with an optical signal-to-noise ratio >10. Arch(D95N) lacked endogenous proton pumping and had 50% greater sensitivity than wild type but had a slower response (41 ms). Nonetheless, Arch(D95N) also resolved individual action potentials. Microbial rhodopsin–based voltage indicators promise to enable optical interrogation of complex neural circuits and electrophysiology in systems for which electrode-based techniques are challenging.

There have been two recent revolutionary advances in neuroscience: First, genetically encoded activity sensors have brought the goal of optical detection of single action potentials in vivo within reach. Second, optogenetic actuators now allow the activity of neurons to be controlled with millisecond precision. These revolutions have now been combined, together with advanced microscopies, to allow “all-optical” readout and manipulation of activity in neural circuits with single-spike and single-neuron precision. This is a transformational advance that will open new frontiers in neuroscience research. Harnessing the power of light in the all-optical approach requires coexpression of genetically encoded activity sensors and optogenetic probes in the same neurons, as well as the ability to simultaneously target and record the light from the selected neurons. It has recently become possible to combine sensors and optical strategies that are sufficiently sensitive and cross talk free to enable single-action-potential sensitivity and precision for both readout and manipulation in the intact brain. The combination of simultaneous readout and manipulation from the same genetically defined cells will enable a wide range of new experiments as well as inspire new technologies for interacting with the brain. The advances described in this review herald a future where the traditional tools used for generations by physiologists to study and interact with the brain—stimulation and recording electrodes—can largely be replaced by light. We outline potential future developments in this field and discuss how the all-optical strategy can be applied to solve fundamental problems in neuroscience. SIGNIFICANCE STATEMENT This review describes the nexus of dramatic recent developments in optogenetic probes, genetically encoded activity sensors, and novel microscopies, which together allow the activity of neural circuits to be recorded and manipulated entirely using light. The optical and protein engineering strategies that form the basis of this “all-optical” approach are now sufficiently advanced to enable single-neuron and single-action potential precision for simultaneous readout and manipulation from the same functionally defined neurons in the intact brain. These advances promise to illuminate many fundamental challenges in neuroscience, including transforming our search for the neural code and the links between neural circuit activity and behavior.

Introducing Bacterial Electrophysiology Bacterial electrophysiology has been limited by the inability to measure the membrane potential of single cells. Kralj et al. (p. 345 ) engineered a class of voltage-sensitive fluorescent membrane proteins to perform electrophysiological measurements on individual intact bacteria. These measurements showed that Escherichia coli generate electrical spikes, reminiscent of action potentials in neurons. The response of electrical spiking in bacteria was assessed in response to a wide range of physical and chemical perturbations, and was correlated with efflux activity. In the future, the probe should be useful in determining the roles of membrane potential in a variety of medically, environmentally, and industrially important bacteria.

The fluid-mosaic model posits a liquid-like plasma membrane, which can flow in response to tension gradients. It is widely assumed that membrane flow transmits local changes in membrane tension across the cell in milliseconds, mediating long-range signaling. Here, we show that propagation of membrane tension occurs quickly in cell-attached blebs but is largely suppressed in intact cells. The failure of tension to propagate in cells is explained by a fluid dynamical model that incorporates the flow resistance from cytoskeleton-bound transmembrane proteins. Perturbations to tension propagate diffusively, with a diffusion coefficient Dσ ∼0.024 μm2/s in HeLa cells. In primary endothelial cells, local increases in membrane tension lead only to local activation of mechanosensitive ion channels and to local vesicle fusion. Thus, membrane tension is not a mediator of long-range intracellular signaling, but local variations in tension mediate distinct processes in sub-cellular domains.

We report enhanced optical Faraday rotation in gold-coated maghemite (gamma-Fe(2)O(3)) nanoparticles. The Faraday rotation spectrum measured from 480-690 nm shows a peak at about 530 nm, not present in either uncoated maghemite nanoparticles or solid gold nanoparticles. This peak corresponds to an intrinsic electronic transition in the maghemite nanoparticles and is consistent with a near-field enhancement of Faraday rotation resulting from the spectral overlap of the surface plasmon resonance in the gold with the electronic transition in maghemite. This demonstration of surface plasmon resonance-enhanced magneto-optics (SuPREMO) in a composite magnetic/plasmonic nanosystem may enable design of nanostructures for remote sensing and imaging of magnetic fields and for miniaturized magneto-optical devices.

A technology that simultaneously records membrane potential from multiple neurons in behaving animals will have a transformative effect on neuroscience research1,2. Genetically encoded voltage indicators are a promising tool for these purposes; however, these have so far been limited to single-cell recordings with a marginal signal-to-noise ratio in vivo3–5. Here we developed improved near-infrared voltage indicators, high-speed microscopes and targeted gene expression schemes that enabled simultaneous in vivo recordings of supra- and subthreshold voltage dynamics in multiple neurons in the hippocampus of behaving mice. The reporters revealed subcellular details of back-propagating action potentials and correlations in subthreshold voltage between multiple cells. In combination with stimulation using optogenetics, the reporters revealed changes in neuronal excitability that were dependent on the behavioural state, reflecting the interplay of excitatory and inhibitory synaptic inputs. These tools open the possibility for detailed explorations of network dynamics in the context of behaviour. A combination of improved near-infrared voltage indicators, high-speed microscopes and targeted gene expression schemes enabled simultaneous in vivo optogenetic control and recording of voltage dynamics in multiple neurons in the hippocampus of behaving mice.