Strikingly consistent correlations between rates of coding-sequence evolution and gene expression levels are apparent across taxa, but the biological causes behind the selective pressures on coding-sequence evolution remain controversial. Here, we demonstrate conserved patterns of simple covariation between sequence evolution, codon usage, and mRNA level in E. coli, yeast, worm, fly, mouse, and human that suggest that all observed trends stem largely from a unified underlying selective pressure. In metazoans, these trends are strongest in tissues composed of neurons, whose structure and lifetime confer extreme sensitivity to protein misfolding. We propose, and demonstrate using a molecular-level evolutionary simulation, that selection against toxicity of misfolded proteins generated by ribosome errors suffices to create all of the observed covariation. The mechanistic model of molecular evolution that emerges yields testable biochemical predictions, calls into question the use of nonsynonymous-to-synonymous substitution ratios (Ka/Ks) to detect functional selection, and suggests how mistranslation may contribute to neurodegenerative disease.

Much recent work has explored molecular and population-genetic constraints on the rate of protein sequence evolution. The best predictor of evolutionary rate is expression level, for reasons that have remained unexplained. Here, we hypothesize that selection to reduce the burden of protein misfolding will favor protein sequences with increased robustness to translational missense errors. Pressure for translational robustness increases with expression level and constrains sequence evolution. Using several sequenced yeast genomes, global expression and protein abundance data, and sets of paralogs traceable to an ancient whole-genome duplication in yeast, we rule out several confounding effects and show that expression level explains roughly half the variation in Saccharomyces cerevisiae protein evolutionary rates. We examine causes for expression's dominant role and find that genome-wide tests favor the translational robustness explanation over existing hypotheses that invoke constraints on function or translational efficiency. Our results suggest that proteins evolve at rates largely unrelated to their functions and can explain why highly expressed proteins evolve slowly across the tree of life.

In eukaryotic cells, diverse stresses trigger coalescence of RNA-binding proteins into stress granules. In vitro, stress-granule-associated proteins can demix to form liquids, hydrogels, and other assemblies lacking fixed stoichiometry. Observing these phenomena has generally required conditions far removed from physiological stresses. We show that poly(A)-binding protein (Pab1 in yeast), a defining marker of stress granules, phase separates and forms hydrogels in vitro upon exposure to physiological stress conditions. Other RNA-binding proteins depend upon low-complexity regions (LCRs) or RNA for phase separation, whereas Pab1's LCR is not required for demixing, and RNA inhibits it. Based on unique evolutionary patterns, we create LCR mutations, which systematically tune its biophysical properties and Pab1 phase separation in vitro and in vivo. Mutations that impede phase separation reduce organism fitness during prolonged stress. Poly(A)-binding protein thus acts as a physiological stress sensor, exploiting phase separation to precisely mark stress onset, a broadly generalizable mechanism.

Heat causes protein misfolding and aggregation and, in eukaryotic cells, triggers aggregation of proteins and RNA into stress granules. We have carried out extensive proteomic studies to quantify heat-triggered aggregation and subsequent disaggregation in budding yeast, identifying >170 endogenous proteins aggregating within minutes of heat shock in multiple subcellular compartments. We demonstrate that these aggregated proteins are not misfolded and destined for degradation. Stable-isotope labeling reveals that even severely aggregated endogenous proteins are disaggregated without degradation during recovery from shock, contrasting with the rapid degradation observed for many exogenous thermolabile proteins. Although aggregation likely inactivates many cellular proteins, in the case of a heterotrimeric aminoacyl-tRNA synthetase complex, the aggregated proteins remain active with unaltered fidelity. We propose that most heat-induced aggregation of mature proteins reflects the operation of an adaptive, autoregulatory process of functionally significant aggregate assembly and disassembly that aids cellular adaptation to thermal stress.

A gene's rate of sequence evolution is among the most fundamental evolutionary quantities in common use, but what determines evolutionary rates has remained unclear. Here, we carry out the first combined analysis of seven predictors (gene expression level, dispensability, protein abundance, codon adaptation index, gene length, number of protein-protein interactions, and the gene's centrality in the interaction network) previously reported to have independent influences on protein evolutionary rates. Strikingly, our analysis reveals a single dominant variable linked to the number of translation events which explains 40-fold more variation in evolutionary rate than any other, suggesting that protein evolutionary rate has a single major determinant among the seven predictors. The dominant variable explains nearly half the variation in the rate of synonymous and protein evolution. We show that the two most commonly used methods to disentangle the determinants of evolutionary rate, partial correlation analysis and ordinary multivariate regression, produce misleading or spurious results when applied to noisy biological data. We overcome these difficulties by employing principal component regression, a multivariate regression of evolutionary rate against the principal components of the predictor variables. Our results support the hypothesis that translational selection governs the rate of synonymous and protein sequence evolution in yeast.

We present a simple theory that uses thermodynamic parameters to predict the probability that a protein retains the wild-type structure after one or more random amino acid substitutions. Our theory predicts that for large numbers of substitutions the probability that a protein retains its structure will decline exponentially with the number of substitutions, with the severity of this decline determined by properties of the structure. Our theory also predicts that a protein can gain extra robustness to the first few substitutions by increasing its thermodynamic stability. We validate our theory with simulations on lattice protein models and by showing that it quantitatively predicts previously published experimental measurements on subtilisin and our own measurements on variants of TEM1 beta-lactamase. Our work unifies observations about the clustering of functional proteins in sequence space, and provides a basis for interpreting the response of proteins to substitutions in protein engineering applications.

Abstract Heat shock triggers formation of intracellular protein aggregates and induction of a molecular disaggregation system. Although this system (Hsp100/Hsp70/Hsp40 in most cellular life) can disperse aggregates of model misfolded proteins, its activity on these model substrates is puzzlingly weak, and its endogenous heat-induced substrates have largely eluded biochemical study. Recent work has revealed that several cases of apparent heat-induced aggregation instead reflect evolved, adaptive biomolecular condensation. In budding yeast Saccharomyces cerevisiae , the resulting condensates depend on molecular chaperones for timely dispersal in vivo , hinting that condensates may be major endogenous substrates of the disaggregation system. Here, we show that the yeast disaggregation system disperses heat-induced biomolecular condensates of poly(A)-binding protein (Pab1) orders of magnitude more rapidly than aggregates of the most commonly used model substrate, firefly luciferase. Pab1 condensate dispersal also differs from aggregate dispersal in its molecular requirements, showing no dependence on small heat-shock proteins and a strict requirement for type II Hsp40. Unlike luciferase, Pab1 is not fully threaded (and thus not fully unfolded) by the disaggregase Hsp104 during dispersal, which we show can contribute to the extreme differences in dispersal efficiency. The Hsp70-related disaggregase Hsp110 shows some Pab1 dispersal activity, a potentially important link to animal systems, which lack cytosolic Hsp104. Finally, we show that the long-observed dependence of the disaggregation system on excess Hsp70 stems from the precise mechanism of the disaggregation system, which depends on the presence of multiple, closely spaced Hsp70s for Hsp104 recruitment and activation. Our results establish heat-induced biomolecular condensates of Pab1 as a direct endogenous substrate of the disaggregation machinery which differs markedly from previously studied foreign substrates, opening a crucial new window into the native mechanistic behavior and biological roles of this ancient system.

Abstract Eukaryotic cells form biomolecular condensates to sense and adapt to their environment 1,2 . Poly(A)-binding protein (Pab1), a canonical stress granule marker 3,4 , condenses upon heat shock or starvation, promoting adaptation 5 . The molecular basis of condensation has remained elusive due to a dearth of techniques to probe structure directly in condensates. Here we apply hydrogen-deuterium exchange/mass spectrometry (HDX-MS) to investigate the molecular mechanism of Pab1’s condensation. We find that Pab1’s four RNA recognition motifs (RRMs) undergo different levels of partial unfolding upon condensation, and the changes are similar for thermal and pH stresses. Although structural heterogeneity is observed, the ability of MS to describe individual subpopulations allows us to identify which regions become partially unfolded and contribute to the condensate’s interaction network. Our data yield a clear molecular picture of Pab1’s stress-triggered condensation, which we term sequential activation , wherein each RRM becomes activated at a temperature where it partially unfolds and associates with other likewise activated RRMs to form the condensate. This model thus implies that sequential activation is dictated by the underlying free energy surface, an effect we refer to as thermodynamic specificity . Our study represents a methodological advance for elucidating the interactions that drive biomolecular condensation that we anticipate will be widely applicable. Furthermore, our findings demonstrate how condensation can use thermodynamic specificity to perform an acute response to multiple, stresses, a potentially general mechanism for stress-responsive proteins.

Stress-induced condensation of mRNA and proteins into stress granules is conserved across eukaryotes, yet the function, formation mechanisms, and relation to well-studied conserved transcriptional responses remain largely unresolved. Stress-induced exposure of ribosome-free mRNA following translational shutoff is thought to cause condensation by allowing new multivalent RNA-dependent interactions, with RNA length and associated interaction capacity driving increased condensation. Here we show that, in striking contrast, virtually all mRNA species condense in response to multiple unrelated stresses in budding yeast, length plays a minor role, and instead, stress-induced transcripts are preferentially excluded from condensates, enabling their selective translation. Using both endogenous genes and reporter constructs, we show that translation initiation blockade, rather than resulting ribosome-free RNA, causes condensation. These translation initiation-inhibited condensates (TIICs) are biochemically detectable even when stress granules, defined as microscopically visible foci, are absent or blocked. TIICs occur in unstressed yeast cells, and, during stress, grow before the appearance of visible stress granules. Stress-induced transcripts are excluded from TIICs primarily due to the timing of their expression, rather than their sequence features. Together, our results reveal a simple system by which cells redirect translational activity to newly synthesized transcripts during stress, with broad implications for cellular regulation in changing conditions.

ABSTRACT Ribosome biogenesis is among the most resource-intensive cellular processes, with ribosomal proteins accounting for up to half of all newly synthesized proteins in eukaryotic cells. During stress, cells shut down ribosome biogenesis in part by halting rRNA synthesis, potentially leading to massive accumulation of aggregation-prone “orphan” ribosomal proteins (oRPs). Here we show that during heat shock in yeast and human cells, oRPs accumulate as reversible condensates at the nucleolar periphery recognized by the Hsp70 co-chaperone Sis1/DnaJB6. oRP condensates are liquid-like in cell-free lysate but solidify upon depletion of Sis1 or inhibition of Hsp70. When cells recover from heat shock, oRP condensates disperse in a Sis1-dependent manner, and their ribosomal protein constituents are incorporated into functional ribosomes in the cytosol, enabling cells to efficiently resume growth. One sentence summary During stress, molecular chaperones preserve “orphan” ribosomal proteins (RPs) – RPs that are not bound to rRNA – in liquid-like condensates, maintaining the RPs in a usable form and enabling cells to efficiently resume growth upon recovery from stress.