Transient receptor potential (TRP) channels are sensors for a wide range of cellular and environmental signals, but elucidating how these channels respond to physical and chemical stimuli has been hampered by a lack of detailed structural information. Here we exploit advances in electron cryo-microscopy to determine the structure of a mammalian TRP channel, TRPV1, at 3.4 Å resolution, breaking the side-chain resolution barrier for membrane proteins without crystallization. Like voltage-gated channels, TRPV1 exhibits four-fold symmetry around a central ion pathway formed by transmembrane segments 5–6 (S5–S6) and the intervening pore loop, which is flanked by S1–S4 voltage-sensor-like domains. TRPV1 has a wide extracellular ‘mouth’ with a short selectivity filter. The conserved ‘TRP domain’ interacts with the S4–S5 linker, consistent with its contribution to allosteric modulation. Subunit organization is facilitated by interactions among cytoplasmic domains, including amino-terminal ankyrin repeats. These observations provide a structural blueprint for understanding unique aspects of TRP channel function. A high-resolution electron cryo-microscopy structure of the rat transient receptor potential (TRP) channel TRPV1 in its ‘closed’ state is presented; the overall structure of this ion channel is found to share some common features with voltage-gated ion channels, although several unique, TRP-specific features are also characterized. Transient receptor potential (TRP) channels are sensors for a wide range of physical and chemical stimuli. In the first of a pair of related papers, Maofu Liao et al. solve the high-resolution electron cryo-microscopy structure of rat TRPV1, the receptor for capsaicin (a pungent agent from chili peppers), in a 'closed' state. The overall structure is fairly similar to that of a voltage-gated ion channel, but there are several structural features unique to TRP channels. In the second paper, Erhu Cao et al. present the structures of rat TRPV1 in the presence of a peptide neurotoxin (resiniferatoxin) and in the presence of capsaicin, yielding structures of activated states of the channel. Comparison of the closed and open structures suggests that TRPV1 has a unique two-gate mechanism of channel activation.

Transient receptor potential (TRP) channels are polymodal signal detectors that respond to a wide range of physical and chemical stimuli. Elucidating how these channels integrate and convert physiological signals into channel opening is essential to understanding how they regulate cell excitability under normal and pathophysiological conditions. Here we exploit pharmacological probes (a peptide toxin and small vanilloid agonists) to determine structures of two activated states of the capsaicin receptor, TRPV1. A domain (consisting of transmembrane segments 1–4) that moves during activation of voltage-gated channels remains stationary in TRPV1, highlighting differences in gating mechanisms for these structurally related channel superfamilies. TRPV1 opening is associated with major structural rearrangements in the outer pore, including the pore helix and selectivity filter, as well as pronounced dilation of a hydrophobic constriction at the lower gate, suggesting a dual gating mechanism. Allosteric coupling between upper and lower gates may account for rich physiological modulation exhibited by TRPV1 and other TRP channels. Using a peptide toxin and small vanilloid agonists as pharmacological probes, high-resolution electron cryo-microscopy structures of rat TRPV1–ligand complexes are solved; these structures highlight conformational differences between TRP and voltage-gated ion channels in their active states, and suggest a dual gating mechanism that may account for the ability of members of the TRP channel superfamily to integrate diverse physiological signals. Transient receptor potential (TRP) channels are sensors for a wide range of physical and chemical stimuli. In the first of a pair of related papers, Maofu Liao et al. solve the high-resolution electron cryo-microscopy structure of rat TRPV1, the receptor for capsaicin (a pungent agent from chili peppers), in a 'closed' state. The overall structure is fairly similar to that of a voltage-gated ion channel, but there are several structural features unique to TRP channels. In the second paper, Erhu Cao et al. present the structures of rat TRPV1 in the presence of a peptide neurotoxin (resiniferatoxin) and in the presence of capsaicin, yielding structures of activated states of the channel. Comparison of the closed and open structures suggests that TRPV1 has a unique two-gate mechanism of channel activation.

Abstract The HIV accessory protein negative factor (Nef) is one of the earliest and most abundantly expressed viral proteins. It is also found in the serum of infected individuals (Caby MP, Lankar D, Vincendeau‐Scherrer C, Raposo G, Bonnerot C. Exosomal‐like vesicles are present in human blood plasma. Int Immunol 2005;17:879–887). Extracellular Nef protein has deleterious effects on CD4 + T cells (James CO, Huang MB, Khan M, Garcia‐Barrio M, Powell MD, Bond VC. Extracellular Nef protein targets CD4 + T cells for apoptosis by interacting with CXCR4 surface receptors. J Virol 2004;78:3099–3109), the primary targets of HIV, and can suppress immunoglobulin class switching in bystander B cells (Qiao X, He B, Chiu A, Knowles DM, Chadburn A, Cerutti A. Human immunodeficiency virus 1 Nef suppresses CD40‐dependent immunoglobulin class switching in bystander B cells. Nat Immunol 2006;7:302–310). Nevertheless, the mode of exit of Nef from infected cells remains a conundrum. We found that Nef stimulates its own export via the release of exosomes from all cells examined. Depending on its intracellular location, these Nef exosomes form at the plasma membrane, late endosomes or both compartments in Jurkat, SupT1 and primary T cells, respectively. Nef release through exosomes is conserved also during HIV‐1 infection of peripheral blood lymphocytes (PBLs). Released Nef exosomes cause activation‐induced cell death of resting PBLs in vitro . Thus, HIV‐infected cells export Nef in bioactive vesicles, which facilitate the depletion of CD4 + T cells that is a hallmark of acquired immunodeficiency syndrome (AIDS).

Abstract Many functional RNAs fold into intricate and precise 3D architectures, and high-resolution structures are required to understand their underlying mechanistic principles. However, RNA structural determination is difficult. Herein, we present a nanoarchitectural strategy to enable the efficient single-particle cryogenic electron microscopy (cryo-EM) analysis of RNA-only structures. This strategy, termed R NA o ligomerization-enabled c ryo-EM via installing k issing-loops (ROCK), involves the engineering of target RNAs by installing kissing-loop sequences onto functionally nonessential stems for the assembly into closed homomeric nanoarchitectures. Assembly with geometric restraints leads to (1) molecular weight multiplication and (2) structural flexibility mitigation, both beneficial for cryo-EM analysis. Together with construct optimization and symmetry-expansion reconstruction, ROCK yields the cryo-EM reconstruction of the Tetrahymena group I intron at an overall resolution of 2.98 Å (2.85 Å resolution for the core domains), enabling the de novo model building of the complete intron RNA including previously unknown peripheral domains. When applied to smaller RNAs, ROCK readily produces modest-resolution maps, revealing the conformational rearrangement of the Azoarcus group I intron and the bound ligand in the FMN riboswitch. Our work unleashes the largely unexplored potential of cryo-EM in RNA structural studies.

SUMMARY Lipid droplets (LDs) form in the endoplasmic reticulum by phase separation of neutral lipids. This process is facilitated by the seipin protein complex, which consists of a ring of seipin monomers, with yet unclear function. Here, we report a structure of yeast seipin based on cryo-electron microscopy and structural modeling data. Seipin forms a decameric, cage-like structure with the lumenal domains forming a stable ring at the cage floor and transmembrane segments forming the cage sides and top. The transmembrane segments interact with adjacent monomers in two distinct, alternating conformations. These conformations result from changes in switch regions, located between the lumenal domains and the transmembrane segments, that are required for seipin function. Our data suggest a model for LD formation in which a closed seipin cage enables TG phase separation and subsequently switches to an open conformation to allow LD growth and budding.

Abstract Cells remodel glycerophospholipid acyl chains via the Lands cycle to adjust membrane properties. Membrane-bound O -acyltransferase (MBOAT) 7 acylates lyso-phosphatidylinositol (lyso-PI) with arachidonyl-CoA. MBOAT7 mutations cause brain developmental disorders, and reduced expression is linked to fatty liver disease. Further, increased MBOAT7 expression is linked to hepatocellular and renal cancers. The mechanistic basis of MBOAT7 catalysis and substrate selectivity are unknown. Here, we report the structure and a model for the catalytic mechanism of human MBOAT7. Arachidonyl-CoA and lyso-PI access the catalytic center through a twisted tunnel from the cytosol and lumenal sides, respectively. N-Terminal residues on the ER lumenal side determine phospholipid headgroup selectivity: swapping them between MBOATs 1, 5, and 7 converts enzyme specificity for different lyso-phospholipids. Finally, the MBOAT7 structure and virtual screening enabled identification of small-molecule inhibitors that may serve as lead compounds for pharmacologic development.

Abstract In response to cold, mammals activate brown fat for respiratory-dependent thermogenesis reliant on the electron transport chain (1, 2). Yet, the structural basis of respiratory complex adaptation to cold remains elusive. Herein we combined thermoregulatory physiology and cryo-EM to study endogenous respiratory supercomplexes exposed to different temperatures. A cold-induced conformation of CI:III 2 (termed type 2) was identified with a ∼25° rotation of CIII 2 around its inter-dimer axis, shortening inter-complex Q exchange space, and exhibiting different catalytic states which favor electron transfer. Large-scale supercomplex simulations in lipid membrane reveal how unique lipid-protein arrangements stabilize type 2 complexes to enhance catalytic activity. Together, our cryo-EM studies, multiscale simulations and biochemical analyses unveil the mechanisms and dynamics of respiratory adaptation at the structural and energetic level.

Abstract Present in all bacteria, lipoproteins are central in bacterial growth and antibiotic resistance. These proteins use lipid acyl chains attached to the N-terminal cysteine residue to anchor on the outer surface of cytoplasmic membrane. In Gram-negative bacteria, many lipoproteins are transported to the outer membrane (OM), a process dependent on the ATP-binding cassette (ABC) transporter LolCDE which extracts the OM-targeted lipoproteins from the cytoplasmic membrane for subsequent trafficking across the periplasm. Lipid-anchored proteins pose a unique challenge for transport machinery as they have both hydrophobic lipid moieties and soluble protein component, and the underlying mechanism is poorly understood. Here we determined the cryo-EM structures of nanodisc-embedded LolCDE in the nucleotide-free and nucleotide-bound states at 3.8-Å and 3.5-Å resolution, respectively. The structural analyses, together with biochemical and mutagenesis studies, uncover how LolCDE specifically recognizes its substrate by establishing multiple interactions with the lipid and N-terminal peptide moieties of the lipoprotein, and identify the amide-linked acyl chain as the key element for LolCDE interaction. Upon nucleotide binding, the transmembrane helices and the periplasmic domains of LolCDE undergo large-scale, asymmetric movements, resulting in extrusion of the captured lipoprotein. Comparison of LolCDE and MacB reveals the conserved mechanism of type VII ABC transporters and emphasizes the unique properties of LolCDE as a molecule extruder of triacylated lipoproteins.

Metabolic energy is stored in cells primarily as triacylglycerols in lipid droplets (LDs), and LD dysregulation leads to metabolic diseases. The formation of monolayer bound LDs from the endoplasmic reticulum (ER) bilayer is poorly understood, but the ER protein seipin is essential to this process. Here, we report a cryo-electron microscopy structure and functional characterization of D. melanogaster seipin. The structure reveals a ringshaped dodecamer, with the luminal domain of each monomer resolved at ~4.0 angstrom. Each luminal domain monomer exhibits two distinctive features: a hydrophobic helix positioned towards the ER bilayer, and a b-sandwich domain that has structural similarity with lipidbinding proteins. This structure, and our functional testing in cells, suggest a model in which seipin oligomers initially detect forming LDs in the ER via hydrophobic helices and subsequently act as membrane anchors to enable lipid transfer and LD growth.

Many pathogenic bacteria, including Streptococcus gordonii, possess a pathway for the export of a single serine-rich-repeat protein that mediates the adhesion of bacteria to host cells and the extracellular matrix. These adhesins are O-glycosylated by several cytosolic glycosyltransferases and require three accessory Sec proteins (Asp1-3) for export, but how the adhesins are processed for secretion is not well defined. Here, we show that O-glycosylation of S. gordonii adhesin GspB occurs in a sequential manner by three enzymes (GtfA/B, Nss, Gly) that attach N-acetylglucosamine and glucose to Ser/Thr residues. The modified substrate is subsequently transferred from the last glycosyltransferase to the Asp1/2/3 complex. Crystal structures show that both Asp1 and Asp3 are related to carbohydrate binding proteins. Asp1 also has an affinity for phospholipids, which is attenuated by Asp2. These results suggest a mechanism for the modification of adhesin in the cytosol and its subsequent targeting to the export machinery.