Abstract When exposed to low temperatures, plants undergo a drastic reprogramming of their transcriptome in order to adapt to their new environmental conditions, which primes them for potential freezing temperatures. While the involvement of transcription factors in this process, termed cold acclimation, has been deeply investigated, the potential contribution of chromatin regulation remains largely unclear. A large proportion of cold-inducible genes carries the repressive mark histone 3 lysine 27 trimethylation (H3K27me3), which has been hypothesized as maintaining them in a silenced state in the absence of stress, but which would need to be removed or counteracted upon stress perception. However, the fate of H3K27me3 during cold exposure has not been studied genome-wide. In this study, we offer an epigenome profiling of H3K27me3 and its antagonistic active mark H3K4me3 during short-term cold exposure. Both chromatin marks undergo rapid redistribution upon cold exposure, however, the gene sets undergoing H3K4me3 or H3K27me3 differential methylation are distinct, refuting the simplistic idea that gene activation relies on a switch from an H3K27me3 repressed chromatin to an active form enriched in H3K4me3. Coupling the ChIP-seq experiments with transcriptome profiling reveals that differential histone methylation correlates with changes in expression. Interestingly, only a subset of cold-regulated genes lose H3K27me3 during their induction, indicating that H3K27me3 is not an obstacle to transcriptional activation. In the H3K27me3 methyltransferase curly leaf (clf) mutant, many cold regulated genes display reduced H3K27me3 levels but their transcriptional activity is not altered prior or during a cold exposure, suggesting that H3K27me3 may serve a more intricate role in the cold response than simply repressing the cold-inducible genes in naïve conditions.

Abstract Leaves are colonised by a complex mix of microbes, termed the leaf microbiota. Even though the leaf microbiota is increasingly recognised as an integral part of plant life and health, our understanding of its interactions with the plant host is still limited. Here, mature, axenically grown Arabidopsis thaliana plants were spray-inoculated with six diverse leaf-colonising bacteria. The transcriptomic changes in leaves were tracked over time and significant changes in ethylene marker ( ARL2 ) expression were observed only two to four days after spray-inoculation. Whole transcriptome sequencing revealed that four days after inoculation, leaf transcriptional changes to colonisation by non-pathogenic and pathogenic bacteria differed in strength but not in the type of response. Inoculation of plants with different densities of the non-pathogenic bacterium Williamsia sp. Leaf354 showed that high bacterial titers caused disease phenotypes and led to severe transcriptional reprogramming with a strong focus on plant defence. An in silico epigenetic analysis of the data was congruent with the transcriptomic analysis. These findings suggest (1) that plant responses are not rapid after spray-inoculation, (2) that plant responses only differ in strength and (3) that plants respond to high titers of non-pathogenic bacteria with pathogen-like responses. Plain Language Summary Plants are colonised by diverse bacteria affecting many aspects of plant life. Here we show that plants do not differentiate between different bacteria but measure their quantities to keep bacterial numbers in check.

Chromatin regulation ensures stable repression of stress-inducible genes under non-stress conditions and transcriptional activation and memory of such an activation of those genes when plants are exposed to stress. However, there is only limited knowledge on how chromatin genes are regulated at the transcriptional and post-transcriptional level upon stress exposure and relief from stress. We have therefore set-up a RT-qPCR-based platform for high-throughput transcriptional profiling of a large set of chromatin genes. We find that the expression of a large fraction of these genes is regulated by cold. In addition, we reveal an induction of several DNA and histone demethylase genes and certain histone variants after plants have been shifted back to ambient temperature (deacclimation), suggesting a role in the memory of cold acclimation. We also re-analyse large scale transcriptomic datasets for transcriptional regulation and alternative splicing (AS) of chromatin genes, uncovering an unexpected level of regulation of these genes, particularly at the splicing level. This includes several vernalization regulating genes whose AS results in cold-regulated protein diversity. Overall, we provide a profiling platform for the analysis of chromatin regulatory genes and integrative analyses of their regulation, suggesting a dynamic regulation of key chromatin genes in response to low temperature stress.