ABSTRACT The screening of new anti-mycobacterial chemicals is primarily focused on inhibiting the active growing bacteria. However, a major challenge in tuberculosis control is the ability of Mycobacterium tuberculosis to enter a nonreplicating state for extended periods, rendering it resistant to many clinical drugs and complicating eradication efforts. Existing low-oxygen-recovery assays designed for screening compounds targeting nonreplicating M. tuberculosis have limitations, including the colony-forming unit counting for non-luminous M. tuberculosis and the instability of the free plasmid carrying luxAB genes in luminescent M. tuberculosis , along with exogenous substrate requirements for light producing. Moreover, these assays fail to accurately replicate the growth conditions of nonreplicating M. tuberculosis in vitro , thus resulting in less convincing results. To address these challenges, we have developed an autoluminescence-based, cholesterol-enriched culture evaluation model to assess 17 anti-tuberculosis drugs of different classes against nonreplicating M. tuberculosis . Our findings indicate that the relative light unit, measured in real-time, serves as a reliable surrogate marker for colony-forming unit, which typically becomes available one month later. This suggests the utility of our model for the rapid determination of drug susceptibility dynamically. The autoluminescent M. tuberculosis , harbouring luxCDABE gene cluster within its genome, can emit blue-green light stably and autonomously without requiring an external substrate supplement. The minimal inhibitory concentrations of all the drugs tested under anaerobic conditions are significantly different from that detected in aerobic environment. Our model allows for rapid, precise, and efficient assessment of drug activity under anaerobic conditions, thereby enabling a more comprehensive evaluation of anti-mycobacterial efficacy. Overall, our model represents a significant advancement in anti-tuberculosis drug discovery and pharmaceutical development.

ABSTRACT The efficacy of many compounds against Mycobacterium tuberculosis is often limited when administered via conventional oral or injection routes due to suboptimal pharmacokinetic characteristics. Inhalation delivery methods have been investigated to achieve high local therapeutic doses in the lungs. However, previous models, typically employing wild-type M. tuberculosis strains, were intricate, time-consuming, labor-intensive, and with poor repeatability. In this study, we developed an autoluminescence-based inhalation administration model to evaluate drug activity by quantifying relative light units (RLUs) emitted from live mice infected with autoluminescent M. tuberculosis . This novel approach has several improvements: it eliminates the need for anesthesia in mice during administration and simplifies the instrument manipulation; it is cost-effective by utilizing mice instead of larger animals; it shortens time from several months to 16 or 17 days for obtaining result; it is non-invasive by measuring the live RLUs of mice; up to six mice can be administrated daily and simultaneously, even 2-3 times/day; results are relatively objective and repeatable minimizing human factors. Proof-of-concept experiments demonstrated that inhalable rifampicin, isoniazid, and ethambutol showed anti- M. tuberculosis activity at concentrations as low as 0.5, 0.5, and 0.625 mg/mL, respectively, as evidenced by comparing the live RLUs of mice. Furthermore, consistency between RLUs and colony-forming units of the lungs reaffirms the reliability of RLUs as an indicator of drug efficacy, highlighting the potential of this approach for accurately assessing anti- M. tuberculosis activity in vivo . This autoluminescence-based and non-invasive inhalation model offers a substantial reduction in the time, effort, and cost required for evaluating the efficacy of screening new drugs and repurposing old drugs in vivo via inhalation administration.

Abstract Mycobacterium abscessus , a fast-growing, non-tuberculous mycobacterium resistant to most antimicrobial drugs, causes many types of serious infections in humans, posing a significant public health challenge. Currently, effective genetic manipulation tools for M. abscessus are still being developed, which hampers research and therapeutic development. However, the clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR) - associated protein (Cas) systems have emerged as promising methods for generating highly specific double-strand breaks (DSBs) in its genome. These DSBs can be repaired by the error-prone nonhomologous end joining (NHEJ) mechanism, facilitating targeted gene editing. Here, our study marks a pioneering application of the CRISPR-NHEJ strategy in M. abscessus . Additionally, we discovered that NrgA from Mycobacterium marinum is crucial for the repair of DSBs caused by the CRISPR-Cas system in M. abscessus . Finally, contrary to previous findings, our study also indicates that inhibiting or overexpressing homologous recombination/single-strand annealing significantly decreases the efficiency of NHEJ repair in M. abscessus . This discovery challenges established perspectives and suggests that the NHEJ repair in M. abscessus may require the involvement of components from homologous recombination and single-strand annealing, demonstrating the complex interactions among the three DSB repair pathways in M. abscessus . Impact statement There are still very few genetic manipulation tools available for Mycobacterium abscessus . Here we report the successful application of CRISPR-Cas12a-assisted nonhomologous end joining (NHEJ) in efficient gene editing in M. abscessus . Contrary to previous research suggesting that homologous recombination (HR) inhibition may enhance such editing efficiency in other Mycobacterium species, our results showed that disruption or overexpression of either HR or single-strand annealing not only failed to enhance but also significantly reduced the gene editing efficiency in M. abscessus . This suggests that NHEJ repair in M. abscessus may require components from both HR and single-strand annealing, highlighting a complex interaction among the DSB repair pathways in M. abscessus .

Treatment of Mycobacterium abscessus (Mab) infection is a major challenge due to its intrinsic resistance to most available drugs. It is thus imperative to find new anti-Mab drugs. In this study, we investigated the activity and intrinsic resistance mechanism of echinomycin (ECH) against Mab. ECH is active against Mab (MIC: 2 µg/mL). The embC gene knockout strain (Mab ΔembC ) showed hyper-sensitive to ECH (MIC: 0.0078-0.0156 µg/mL). The MICs of ECH-resistant strains screened based on the Mab ΔembC strain were 0.25-1 µg/mL. Mutations were found in the EmbB, including Asp306Ala, Asp306Asn, Arg350Gly, Val555Ile, and Gly581Ser, which led to increased resistance to ECH when overexpressed in Mab ΔembC individually (0.25-0.5 µg/mL). The EmbB mutants edited by the CRISPR/Cpf1 system became more resistant to ECH (MIC: 0.25-0.5 µg/mL). The permeability of gene-edited and overexpressed Mab strains was reduced, as shown by the ethidium bromide accumulation assay, but it was still significantly higher than that of the parent Mab. To summarize, our study demonstrates that ECH has a strong anti-Mab activity and confirms that EmbB and EmbC are related to the sensitivity of Mab to ECH. EmbB mutation may partially compensate for the function of EmbC. Impact Statement Mycobacterium abscessus (Mab) is a rapidly growing, intrinsic multidrug-resistant Mycobacterium. This study demonstrated that echinomycin (ECH) has potent antibacterial activity against Mab, and the mechanism of ECH resistance to Mab is related to EmbB and EmbC. EmbB and EmbC can alter the sensitivity of Mab to ECH by altering the permeability of its cell wall. In addition, there is a functional complementary evolution between EmbB and EmbC to regulate sensitivity to ECH. Overall, our study provides a novel anti-Mab drug candidate ECH and a scientific foundation for developing effective strategies to prevent and control Mab.

Abstract Drug-resistant tuberculosis (DR-TB) results from infection by Mycobacterium tuberculosis strains resistant to at least rifampin or isoniazid. To improve the treatment outcome in DR-TB, therapeutic vaccines are considered an ideal choice as they can enhance pathogen clearance and minimize disease sequelae. To date, there is no therapeutic vaccine reported to be effective when combined with a chemotherapy regimen against DR-TB. The only available TB vaccine, the M. bovis BCG (BCG) is susceptible to several anti-TB drugs hence not a perfect option for therapeutic vaccination. Herein, we developed a recombinant BCG (RdrBCG) overexpressing Ag85B and Rv2628 with resistance to selected anti-TB drugs. When administered three times adjunct to a second-line anti-TB regimen in a classical murine model of DR-TB, the RdrBCG lowered lung M. tuberculosis colony-forming units by 1 log 10 . Furthermore, vaccination with the RdrBCG adjunct to TB chemotherapy minimized lung tissue pathology in mice. Most importantly, the RdrBCG maintained the exogenously inserted genes and showed almost the same virulence as its parent BCG Tice strain in severe combined immune-deficient mice. All these suggested that the RdrBCG was stable, safe and effective. Hence, the “recombinant” plus “drug-resistant” BCG strategy could be a useful concept for developing therapeutic vaccines against DR-TB.