Neurospora crassa is a central organism in the history of twentieth-century genetics, biochemistry and molecular biology. Here, we report a high-quality draft sequence of the N. crassa genome. The approximately 40-megabase genome encodes about 10,000 protein-coding genes--more than twice as many as in the fission yeast Schizosaccharomyces pombe and only about 25% fewer than in the fruitfly Drosophila melanogaster. Analysis of the gene set yields insights into unexpected aspects of Neurospora biology including the identification of genes potentially associated with red light photobiology, genes implicated in secondary metabolism, and important differences in Ca2+ signalling as compared with plants and animals. Neurospora possesses the widest array of genome defence mechanisms known for any eukaryotic organism, including a process unique to fungi called repeat-induced point mutation (RIP). Genome analysis suggests that RIP has had a profound impact on genome evolution, greatly slowing the creation of new genes through genomic duplication and resulting in a genome with an unusually low proportion of closely related genes.

Fusarium species are among the most important phytopathogenic and toxigenic fungi. To understand the molecular underpinnings of pathogenicity in the genus Fusarium, we compared the genomes of three phenotypically diverse species: Fusarium graminearum, Fusarium verticillioides and Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici. Our analysis revealed lineage-specific (LS) genomic regions in F. oxysporum that include four entire chromosomes and account for more than one-quarter of the genome. LS regions are rich in transposons and genes with distinct evolutionary profiles but related to pathogenicity, indicative of horizontal acquisition. Experimentally, we demonstrate the transfer of two LS chromosomes between strains of F. oxysporum, converting a non-pathogenic strain into a pathogen. Transfer of LS chromosomes between otherwise genetically isolated strains explains the polyphyletic origin of host specificity and the emergence of new pathogenic lineages in F. oxysporum. These findings put the evolution of fungal pathogenicity into a new perspective. Fungi of the genus Fusarium are important plant pathogens, causing various blights, root rots and wilts. While some species have a wide host range, others are more selective. Comparative genomics of three Fusarium fungi with broad and narrow host range, two newly sequenced, provide clues as to what drives these differences. Experimental follow-up shows that simply by mixing two strains on standard growth medium, transfer of two whole chromosomes from a Fusarium oxysporum tomato pathogen turns a nonpathogenic strain into a pathogenic one. These findings shed light on the evolution of host range and pathogenicity. Fungi from the genus Fusarium are important pathogens of animals and crop plants. Some have a wide host range, whereas others are more specific in the organisms they infect. Here, clues are provided as to how differences in specificity come about. The genomes of two Fusarium fungi with differing host ranges have been sequenced, and compared with the genome of a third species. Experiments show that transferring two whole chromosomes turns a non-pathogenic Fusarium strain into a pathogenic one.

The aspergilli comprise a diverse group of filamentous fungi spanning over 200 million years of evolution. Here we report the genome sequence of the model organism Aspergillus nidulans, and a comparative study with Aspergillus fumigatus, a serious human pathogen, and Aspergillus oryzae, used in the production of sake, miso and soy sauce. Our analysis of genome structure provided a quantitative evaluation of forces driving long-term eukaryotic genome evolution. It also led to an experimentally validated model of mating-type locus evolution, suggesting the potential for sexual reproduction in A. fumigatus and A. oryzae. Our analysis of sequence conservation revealed over 5,000 non-coding regions actively conserved across all three species. Within these regions, we identified potential functional elements including a previously uncharacterized TPP riboswitch and motifs suggesting regulation in filamentous fungi by Puf family genes. We further obtained comparative and experimental evidence indicating widespread translational regulation by upstream open reading frames. These results enhance our understanding of these widely studied fungi as well as provide new insight into eukaryotic genome evolution and gene regulation. More than 300 labs worldwide are using the fungus Aspergillus nidulans as a model system for molecular genetics, and other species of this fungus are important in everyday life. A package of three genomics papers in this issue covers the Aspergillus field comprehensively. Galagan et al. report the genome sequence of the laboratory classic A. nidulans, and Nierman et al. have sequenced A. fumigatus, known chiefly as a human pathogen and allergen. And finally Machida et al. present genome sequencing and analysis of A. oryzae, focusing in particular on the expansion of genes in its genome, which is almost 25% bigger than the other two genomes. A. oryzae is used in traditional Chinese and Japanese food fermentation (think soy sauce) and also in enzyme production by biotechnologists.

The ascomycetous fungus Nectria haematococca, (asexual name Fusarium solani), is a member of a group of >50 species known as the “Fusarium solani species complex”. Members of this complex have diverse biological properties including the ability to cause disease on >100 genera of plants and opportunistic infections in humans. The current research analyzed the most extensively studied member of this complex, N. haematococca mating population VI (MPVI). Several genes controlling the ability of individual isolates of this species to colonize specific habitats are located on supernumerary chromosomes. Optical mapping revealed that the sequenced isolate has 17 chromosomes ranging from 530 kb to 6.52 Mb and that the physical size of the genome, 54.43 Mb, and the number of predicted genes, 15,707, are among the largest reported for ascomycetes. Two classes of genes have contributed to gene expansion: specific genes that are not found in other fungi including its closest sequenced relative, Fusarium graminearum; and genes that commonly occur as single copies in other fungi but are present as multiple copies in N. haematococca MPVI. Some of these additional genes appear to have resulted from gene duplication events, while others may have been acquired through horizontal gene transfer. The supernumerary nature of three chromosomes, 14, 15, and 17, was confirmed by their absence in pulsed field gel electrophoresis experiments of some isolates and by demonstrating that these isolates lacked chromosome-specific sequences found on the ends of these chromosomes. These supernumerary chromosomes contain more repeat sequences, are enriched in unique and duplicated genes, and have a lower G+C content in comparison to the other chromosomes. Although the origin(s) of the extra genes and the supernumerary chromosomes is not known, the gene expansion and its large genome size are consistent with this species' diverse range of habitats. Furthermore, the presence of unique genes on supernumerary chromosomes might account for individual isolates having different environmental niches.

The fungus Fusarium fujikuroi causes “bakanae” disease of rice due to its ability to produce gibberellins (GAs), but it is also known for producing harmful mycotoxins. However, the genetic capacity for the whole arsenal of natural compounds and their role in the fungus' interaction with rice remained unknown. Here, we present a high-quality genome sequence of F. fujikuroi that was assembled into 12 scaffolds corresponding to the 12 chromosomes described for the fungus. We used the genome sequence along with ChIP-seq, transcriptome, proteome, and HPLC-FTMS-based metabolome analyses to identify the potential secondary metabolite biosynthetic gene clusters and to examine their regulation in response to nitrogen availability and plant signals. The results indicate that expression of most but not all gene clusters correlate with proteome and ChIP-seq data. Comparison of the F. fujikuroi genome to those of six other fusaria revealed that only a small number of gene clusters are conserved among these species, thus providing new insights into the divergence of secondary metabolism in the genus Fusarium. Noteworthy, GA biosynthetic genes are present in some related species, but GA biosynthesis is limited to F. fujikuroi, suggesting that this provides a selective advantage during infection of the preferred host plant rice. Among the genome sequences analyzed, one cluster that includes a polyketide synthase gene (PKS19) and another that includes a non-ribosomal peptide synthetase gene (NRPS31) are unique to F. fujikuroi. The metabolites derived from these clusters were identified by HPLC-FTMS-based analyses of engineered F. fujikuroi strains overexpressing cluster genes. In planta expression studies suggest a specific role for the PKS19-derived product during rice infection. Thus, our results indicate that combined comparative genomics and genome-wide experimental analyses identified novel genes and secondary metabolites that contribute to the evolutionary success of F. fujikuroi as a rice pathogen.

Summary

 A variety of small RNAs, including the Dicer-dependent miRNAs and the Dicer-independent Piwi-interacting RNAs, associate with Argonaute family proteins to regulate gene expression in diverse cellular processes. These two species of small RNA have not been found in fungi. Here, by analyzing small RNAs associated with the Neurospora Argonaute protein QDE-2, we show that diverse pathways generate miRNA-like small RNAs (milRNAs) and Dicer-independent small interfering RNAs (disiRNAs) in this filamentous fungus. Surprisingly, milRNAs are produced by at least four different mechanisms that use a distinct combination of factors, including Dicers, QDE-2, the exonuclease QIP, and an RNase III domain-containing protein, MRPL3. In contrast, disiRNAs originate from loci producing overlapping sense and antisense transcripts, and do not require the known RNAi components for their production. Taken together, these results uncover several pathways for small RNA production in filamentous fungi, shedding light on the diversity and evolutionary origins of eukaryotic small RNAs.

Abstract DNA methylation is found throughout all domains of life, yet the extent and function of DNA methylation differ between eukaryotes. Strains of the plant pathogenic fungus Zymoseptoria tritici appeared to lack cytosine DNA methylation (5mC) because gene amplification followed by Repeat-Induced Point mutation (RIP) resulted in the inactivation of the dim2 DNA methyltransferase gene. 5mC is, however, present in closely related sister species. We demonstrate that inactivation of dim2 occurred recently as some Z. tritici isolates carry a functional dim2 gene. Moreover, we show that dim2 inactivation occurred by a different path than previously hypothesized. We mapped the genome-wide distribution of 5mC in strains with and without functional dim2 . Presence of functional dim2 correlates with high levels of 5mC in transposable elements (TEs), suggesting a role in genome defense. We identified low levels of 5mC in strains carrying inactive dim2 alleles, suggesting that 5mC is maintained over time, presumably by an active Dnmt5 DNA methyltransferase. Integration of a functional dim2 allele in strains with mutated dim2 restored normal 5mC levels, demonstrating de novo cytosine methylation activity of dim2 . To assess the importance of 5mC for genome evolution, we performed an evolution experiment, comparing genomes of strains with high levels of 5mC to genomes of strains lacking dim2 . We found that the presence of dim2 alters nucleotide composition by promoting C to T transitions (C→T) specifically at CpA (CA) sites during mitosis, likely contributing to TE inactivation. Our results show that 5mC density at TEs is a polymorphic trait in Z. tritici populations that can impact genome evolution. Author Summary Cytosine DNA methylation (5mC) is known to silence transposable elements in fungi and thereby appears to contribute to genome stability. The genomes of plant pathogenic fungi are highly diverse, differing substantially in transposon content and distribution. Here, we show extensive differences of 5mC levels within a single species of an important wheat pathogen. These differences were caused by inactivation of the DNA methyltransferase Dim2 in the majority of studied isolates. Presence of widespread 5mC increased point mutation rates in regions with active or mutated transposable elements during mitosis. The mutation pattern is dependent on the presence of Dim2 and resembles a mitotic version of Repeat-Induced Point mutation (RIP). Thus, loss of 5mC may represent an evolutionary trade-off offering adaptive potential at the cost of transposon control.

Abstract Facultative heterochromatin controls development and differentiation in many eukaryotes. In metazoans, plants, and many filamentous fungi, facultative heterochromatin is characterized by transcriptional repression and enrichment with nucleosomes that are trimethylated at histone H3 lysine 27 (H3K27me3). While loss of H3K27me3 results in derepression of transcriptional gene silencing in many species, additional up- and downstream layers of regulation are necessary to mediate control of transcription in chromosome regions enriched with H3K27me3. Here, we investigated the effects of one histone mark on histone H4, namely H4K20me3, in the fungus Zymoseptoria tritici , a globally important pathogen of wheat. Deletion of kmt5 , the gene encoding the sole methyltransferase responsible for H4K20 methylation, resulted in global derepression of transcription, especially in regions of facultative heterochromatin. Reversal of silencing in the absence of H4K20me3 not only affected genes but also a large number of novel, previously undetected, non-coding transcripts generated from regions of facultative heterochromatin on accessory chromosomes. Transcriptional activation in kmt5 deletion strains was accompanied by a complete loss of Ash1-mediated H3K36me3 and chromatin reorganization affecting H3K27me3 and H3K4me2 distribution in regions of facultative heterochromatin. Strains with a H4K20M mutation in the single histone H4 gene of Z. tritici recapitulated these chromatin changes, suggesting that H4K20me3 is essential for Ash1-mediated H3K36me3. The Δ kmt5 mutants we obtained are more sensitive to genotoxic stressors and both, Δ kmt5 and Δ ash1 , showed greatly increased rates of accessory chromosome loss. Taken together, our results provide insights into a novel, and unsuspected, mechanism controlling the assembly and maintenance of facultative heterochromatin. Significance Facultative heterochromatin contains genes important for specific developmental or life cycle stages. Transcriptional regulation of these genes is influenced by chromatin structure. Here, we report that a little studied histone modification, trimethylation of lysine 20 on histone H4 (H4K20me3), is enriched in facultative heterochromatin and important for transcriptional repression in these regions in an important agricultural pathogen. Furthermore, normal levels of H4K20me3 are essential for deposition of another repressive histone mark, Ash1-mediated H3K36me3, and affect the distribution of other marks including H3K27me3. We conducted the first genome-wide assessment of H4K20 methylation levels in a fungus, and our discoveries reveal that multiple chromatin modifications are required to establish transcriptional silencing, providing the framework to understand epistasis relationships among these histone marks.

Abstract Mushroom-forming fungi (Agaricomycetes) are emerging as pivotal players in several fields, as drivers of nutrient cycling, sources of novel applications, and the group includes some of the most morphologically complex multicellular fungi. Genomic data for Agaricomycetes are accumulating at a steady pace, however, this is not paralleled by improvements in the quality of genome sequence and associated functional gene annotations, which leaves gene function notoriously poorly understood in comparison with other fungi and model eukaryotes. We set out to improve our functional understanding of the model mushroom Coprinopsis cinerea by integrating a new, chromosome-level assembly with high-quality gene predictions and functional information derived from gene-expression profiling data across 67 developmental, stress, and light conditions. The new annotation has considerably improved quality metrics and includes 5’- and 3’-untranslated regions (UTRs), polyadenylation sites (PAS), upstream ORFs (uORFs), splicing isoforms, conserved sequence motifs (e.g., TATA and Kozak boxes) and microexons. We found that alternative polyadenylation is widespread in C. cinerea , but that it is not specifically regulated across the various conditions used here. Transcriptome profiling allowed us to delineate core gene sets corresponding to carbon starvation, light-response, and hyphal differentiation, and uncover new aspects of the light-regulated phases of life cycle. As a result, the genome of C. cinerea has now become the most comprehensively annotated genome among mushroom-forming fungi, which will contribute to multiple rapidly expanding fields, including research on their life history, light and stress responses, as well as multicellular development.

Chromosome and genome stability are important for normal cell function as instability often correlates with disease and dysfunction of DNA repair mechanisms. Many organisms maintain supernumerary or accessory chromosomes that deviate from standard chromosomes. The pathogenic fungus Zymoseptoria tritici has as many as eight accessory chromosomes, which are highly unstable during meiosis and mitosis, transcriptionally repressed, show enrichment of repetitive elements, and enrichment with heterochromatic histone methylation marks, e.g., trimethylation of H3 lysine 9 or lysine 27 (H3K9me3, H3K27me3). To elucidate the role of heterochromatin on genome stability in Z. tritici, we deleted the genes encoding the methyltransferases responsible for H3K9me3 and H3K27me3, kmt1 and kmt6, respectively, and generated a double mutant. We combined experimental evolution and genomic analyses to determine the impact of these deletions on chromosome and genome stability, both in vitro and in planta. We used whole genome sequencing, ChIP-seq, and RNA-seq to compare changes in genome and chromatin structure, and differences in gene expression between mutant and wildtype strains. Analyses of genome and ChIP-seq data in H3K9me3-deficient strains revealed dramatic chromatin reorganization, where H3K27me3 is mostly relocalized into regions that are enriched with H3K9me3 in wild type. Many genome rearrangements and formation of new chromosomes were found in the absence of H3K9me3, accompanied by activation of transposable elements. In stark contrast, loss of H3K27me3 actually increased the stability of accessory chromosomes under normal growth conditions in vitro, even without large scale changes in gene activity. We conclude that H3K9me3 is important for the maintenance of genome stability because it disallows H3K27me3 in these regions. In this system, H3K27me3 reduces the overall stability of accessory chromosomes, generating a 'metastable' state for these quasi-essential regions of the genome.