Abstract Since the elucidation of its structure, DNA has been at the forefront of biological research. In the past half century, an explosion of DNA‐based technology development has occurred with the most rapid advances being made for DNA sequencing. In parallel, dramatic improvements have also been made in the synthesis and editing of DNA from the oligonucleotide to the genome scale. In this Review, we will summarize four different subfields relating to DNA technologies following this trajectory of smaller to larger scale. We begin by talking about building materials out of DNA which in turn can act as delivery vehicles in vivo. We then discuss how altering microbial genomes can lead to novel methods of production for industrial biologics. Next, we talk about the future of writing whole genomes as a method of studying evolution. Lastly, we highlight the ways in which barcoding biological systems will allow for their three‐dimensional analysis in a highly multiplexed fashion.

Abstract Immunofluorescence (IF) imaging using antibodies to visualize specific biomolecules is a widely used technique in both biological and clinical laboratories. Standard IF imaging methods using primary antibodies followed by secondary antibodies have low multiplexing capability due to limited availability of primary antibodies raised in different animal species. Here, we used a DNA-based signal amplification method, Hybridization Chain Reaction (HCR), to replace secondary antibodies to achieve multiplexed imaging using primary antibodies of the same species with superior signal intensity. To enable imaging with DNA-conjugated antibodies, we developed a new antibody staining protocol to minimize nonspecific binding of antibodies caused by conjugated DNA oligonucleotides. We also expanded the HCR hairpin pool from previously published 5 to 13 for highly multiplexed in situ imaging. We finally demonstrated multiplexed in situ protein imaging using the technique in both cultured cells and mouse retina sections.

Abstract Biological tissues contain thousands of different proteins yet conventional antibody staining can only assay a few at a time because of the limited number of spectrally distinct fluorescent labels. The capacity to map the location of hundreds or thousands of proteins within a single sample would allow for an unprecedented investigation of the spatial proteome, and give insight into the development and function of diseased and healthy tissues. In order to achieve this goal, we propose a new technology that leverages established methodologies for in situ imaging of nucleic acids to achieve near limitless multiplexing. The exponential scaling power of DNA technologies ties multiplexing to the number of DNA nucleotides sequenced rather than the number of spectrally distinct labels. Here we demonstrate that barcode sequencing can be applied to in situ proteomics by sequencing DNA conjugated antibodies bound to biological samples. In addition, we show a signal amplification method which is compatible with barcoded antibodies.

Abstract Germ cells are the vehicle of human reproduction, arising early in embryonic development and developing throughout adult life until menopause onset in women. Primordial germ cells are the common precursors of germline cells in both sexes, undergoing sexual specification into oogonia or gonocytes which further develop into oocytes or spermatocytes during development. Methods for recapitulation of primordial germ cell and oogonia formation have been developed extensively in recent decades, but fundamental technical limitations in their methodologies, throughput, and yield limit their utilization. Recently, transcription factor (TF)-based methods for human primordial germ cell-like cell (hPGCLC) formation, mouse meiotic entry, and mouse oocyte maturation have demonstrated the feasibility of gene overexpression screening in identifying potent regulators of germ cell development. Here we screened 47 folliculogenesis-regulating TFs for their role in hPGCLC and oogonia formation, identifying DLX5, HHEX , and FIGLA whose individual overexpression enhances hPGCLC formation from hiPSCs. Additionally, we identify a set of three TFs, ZNF281, LHX8 , and SOHLH1 , whose combinatorial overexpression drives direct oogonia-like formation from hiPSCs in a four-day, feeder-free monolayer culture condition with additional feeder-free culture capabilities post-isolation. We characterize these TF-based germ cells via gene and protein expression analyses, and demonstrate their broad similarity to in vivo germ cells. Together, these results identify novel regulators of human germ cell development and establish new TF-based tools for human in vitro oogenesis research.

Abstract An in vitro model of human ovarian follicles would greatly benefit the study of female reproduction. Ovarian development requires the combination of germ cells and their supporting somatic cells, known as granulosa cells. Whereas efficient protocols exist for generating human primordial germ cell-like cells (hPGCLCs) from human iPSCs, a method of generating granulosa cells has been elusive. Here we report that simultaneous overexpression of two transcription factors (TFs) can direct the differentiation of human iPSCs to granulosa-like cells. We elucidate the regulatory effects of several granulosa-related TFs, and establish that overexpression of NR5A1 and either RUNX1 or RUNX2 is necessary and sufficient to generate granulosa-like cells. Our granulosa-like cells form ovary-like organoids (ovaroids) when aggregated with hPGCLCs, and recapitulate key ovarian phenotypes including support of germ cell maturation, follicle formation, and steroidogenesis. This model system will provide unique opportunities for studying human ovarian biology, and may enable the development of therapies for female reproductive health.

Abstract: Methods for highly multiplexed RNA imaging are limited in spatial resolution, and thus in their ability to localize transcripts to nanoscale and subcellular compartments. We adapt expansion microscopy, which physically expands biological specimens, for long-read untargeted and targeted in situ RNA sequencing. We applied untargeted expansion sequencing (ExSeq) to mouse brain, yielding readout of thousands of genes, including splice variants and novel transcripts. Targeted ExSeq yielded nanoscale-resolution maps of RNAs throughout dendrites and spines in neurons of the mouse hippocampus, revealing patterns across multiple cell types; layer-specific cell types across mouse visual cortex; and the organization and position-dependent states of tumor and immune cells in a human metastatic breast cancer biopsy. Thus ExSeq enables highly multiplexed mapping of RNAs, from nanoscale to system scale. One Sentence Summary In situ sequencing of physically expanded specimens enables multiplexed mapping of RNAs at nanoscale, subcellular resolution.

New storage technologies are needed to keep up with the global demands of data generation. DNA is an ideal storage medium due to its stability, information density and ease of readout with advanced sequencing techniques. However, progress in writing DNA is stifled by the continued reliance on chemical synthesis methods. The enzymatic synthesis of DNA is a promising alternative, but thus far has not been well demonstrated in a highly parallelized manner. Here, we report a novel multiplexed enzymatic DNA synthesis method using maskless photolithography. Rapid uncaging of Co2+ ions by patterned UV light activates Terminal deoxynucleotidyl Transferase (TdT) for spatially-selective synthesis on an array surface. Spontaneous quenching of reactions by the diffusion of excess caging molecules confines synthesis to light patterns and controls the extension length. We show that our multiplexed synthesis method can be used to store digital data by encoding 12 unique DNA oligonucleotide sequences with music from the 1985 Nintendo video game Super Mario BrothersTM, which is equivalent to 84 trits or 110 bits of data.

Abstract Mapping and molecularly annotating mammalian neural circuits is challenging due to the inability to uniquely label cells while also resolving subcellular features such as synaptic proteins or fine cellular processes. We argue that an ideal technology for connectomics would have the following characteristics: the capacity for robust distance-independent labeling, synaptic resolution, molecular interrogation, and scalable computational methods . The recent development of high-diversity cellular barcoding with RNA has provided a way to overcome the labeling limitations associated with spectral dyes, however performing all-optical circuit mapping has not been demonstrated because no method exists to image barcodes throughout cells at synaptic-resolution. Here we show ExBarSeq, an integrated method combining in situ sequencing of RNA barcodes, immunostaining, and Expansion Microscopy coupled with an end-to-end software pipeline that automatically extracts barcode identities from large imaging datasets without data processing bottlenecks. As a proof of concept, we applied ExBarSeq to thick tissue sections from mice virally infected with MAPseq viral vectors and demonstrated the extraction of 50 barcoded cells in the visual cortex as well as cell morphologies uncovered via immunostaining. The current work demonstrates high resolution multiplexing of exogenous barcodes and endogenous synaptic proteins and outlines a roadmap for molecularly annotated connectomics at a brain-wide scale.

We present Barcoded Oligonucleotides Ligated On RNA Amplified for Multiplexed and parallel In-Situ analysis (BOLORAMIS), a reverse-transcription (RT)-free method for spatially-resolved, targeted, in-situ RNA identification of single or multiple targets. For this proof of concept, we have profiled 154 distinct coding and small non-coding transcripts ranging in sizes 18 nucleotide (nt) in length and upwards, from over 200,000 individual human induced pluripotent stem cells (iPSC) and demonstrated compatibility with multiplexed detection, enabled by fluorescent in-situ sequencing. We use BOLORAMIS data to identify differences in spatial localization and cell-to-cell expression heterogeneity. Our results demonstrate BOLORAMIS to be a generalizable toolset for targeted, in-situ detection of coding and small non-coding RNA for single or multiplexed applications.