The mechanism and kinetics of electron transfer in isolated D1/D2-cyt(b559) photosystem (PS) II reaction centers (RCs) and in intact PSII cores have been studied by femtosecond transient absorption and kinetic compartment modeling. For intact PSII, a component of approximately 1.5 ps reflects the dominant energy-trapping kinetics from the antenna by the RC. A 5.5-ps component reflects the apparent lifetime of primary charge separation, which is faster by a factor of 8-12 than assumed so far. The 35-ps component represents the apparent lifetime of formation of a secondary radical pair, and the approximately 200-ps component represents the electron transfer to the Q(A) acceptor. In isolated RCs, the apparent lifetimes of primary and secondary charge separation are approximately 3 and 11 ps, respectively. It is shown (i) that pheophytin is reduced in the first step, and (ii) that the rate constants of electron transfer in the RC are identical for PSII cores and for isolated RCs. We interpret the first electron transfer step as electron donation from the primary electron donor Chl(acc D1). Thus, this mechanism, suggested earlier for isolated RCs at cryogenic temperatures, is also operative in intact PSII cores and in isolated RCs at ambient temperature. The effective rate constant of primary electron transfer from the equilibrated RC* excited state is 170-180 ns(-1), and the rate constant of secondary electron transfer is 120-130 ns(-1).

Water binding to the Mn4O5Ca cluster of the oxygen-evolving complex (OEC) of Photosystem II (PSII) poised in the S2 state was studied via H217O- and 2H2O-labeling and high-field electron paramagnetic resonance (EPR) spectroscopy. Hyperfine couplings of coordinating 17O (I = 5/2) nuclei were detected using W-band (94 GHz) electron–electron double resonance (ELDOR) detected NMR and Davies/Mims electron–nuclear double resonance (ENDOR) techniques. Universal 15N (I = 1/2) labeling was employed to clearly discriminate the 17O hyperfine couplings that overlap with 14N (I = 1) signals from the D1-His332 ligand of the OEC (StichBiochemistry 2011, 50 (34), 7390−7404). Three classes of 17O nuclei were identified: (i) one μ-oxo bridge; (ii) a terminal Mn–OH/OH2 ligand; and (iii) Mn/Ca–H2O ligand(s). These assignments are based on 17O model complex data, on comparison to the recent 1.9 Å resolution PSII crystal structure (UmenaNature 2011, 473, 55−60), on NH3 perturbation of the 17O signal envelope and density functional theory calculations. The relative orientation of the putative 17O μ-oxo bridge hyperfine tensor to the 14N(15N) hyperfine tensor of the D1-His332 ligand suggests that the exchangeable μ-oxo bridge links the outer Mn to the Mn3O3Ca open-cuboidal unit (O4 and O5 in the Umena et al. structure). Comparison to literature data favors the Ca-linked O5 oxygen over the alternative assignment to O4. All 17O signals were seen even after very short (≤15 s) incubations in H217O suggesting that all exchange sites identified could represent bound substrate in the S1 state including the μ-oxo bridge. 1H/2H (I = 1/2, 1) ENDOR data performed at Q- (34 GHz) and W-bands complement the above findings. The relatively small 1H/2H couplings observed require that all the μ-oxo bridges of the Mn4O5Ca cluster are deprotonated in the S2 state. Together, these results further limit the possible substrate water-binding sites and modes within the OEC. This information restricts the number of possible reaction pathways for O–O bond formation, supporting an oxo/oxyl coupling mechanism in S4.

Abstract Photosynthesis and respiration rely upon a proton gradient to produce ATP. In photosynthesis, the Respiratory Complex I homologue, Photosynthetic Complex I (PS-CI) is proposed to couple ferredoxin oxidation and plastoquinone reduction to proton pumping across thylakoid membranes, and is fundamental to bioenergetics in photosynthetic bacteria and some higher plant cell types. However, little is known about the PS-CI molecular mechanism and attempts to understand its function have previously been frustrated by its large size and high lability. Here, we overcome these challenges by pushing the limits in sample size and spectroscopic sensitivity, to determine arguably the most important property of any electron transport enzyme – the reduction potentials of its cofactors, in this case the iron-sulphur clusters of PS-CI, and unambiguously assign them to the structure using double electron-electron resonance (DEER). We have thus determined the bioenergetics of the electron transfer relay and provide insight into the mechanism of PS-CI, laying the foundations for understanding of how this important bioenergetic complex functions.

Abstract Binding of Psb28 to the photosystem II assembly intermediate PSII-I induces conformational changes to the PSII acceptor side that impact charge recombination and reduce the in situ production of singlet oxygen (Zabret et al. 2021, Nat. Plants 7, 524-538). A detailed fluorometric analysis of the PSII-I assembly intermediate compared with OEC-disrupted and Mn-depleted PSII complexes showed differences between their variable (OJIP) chlorophyll fluorescence induction profiles. These revealed a distinct destabilisation of the Q A - state in the PSII-I assembly intermediate and inactivated PSII samples related to an increased rate of direct and safe charge recombination. Furthermore, inactivation or removal of the OEC increases the binding affinity for plastoquinone analogues like DCBQ to the different PSII complexes. These results might indicate a mechanism that further contributes to the protection of PSII during biogenesis or repair.

Abstract Photosystem I (PSI) is a light driven electron pump transferring electrons from Cytochrome c 6 (Cyt c 6 ) to Ferredoxin (Fd). An understanding of this electron transfer process is hampered by a paucity of structural detail concerning the binding of Fd and the bound Cyt c 6 . Here we describe the high resolution cryo-EM structure of Thermosynechococcus elongatus BP-1 PSI in complex with Fd and Cyt c 6 . In our structure Cyt c 6 is loosely bound in a non-productive site on the periphery of the complex. Side chain interactions at the PSI:Fd interface are visualized in detail. The structure explains the properties of mutants of PsaE and PsaC and suggests a molecular switch for the dissociation of Fd upon reduction. Calorimetry-based thermodynamic analyses confirms a single binding site for Fd and demonstrates that PSI:Fd complexation is purely driven by entropy. A reaction cycle for the efficient transfer of electrons from Cyt c 6 to Fd via PSI is proposed.

Abstract The synthesis of multi-span thylakoid membrane proteins initiates at ribosomes off the membrane. Subsequently, the ribosome nascent chain complexes (RNCs) are transferred to the translocase machinery in the thylakoid membrane for cotranslational protein insertion. These steps require finely tuned mechanisms for protein processing, quality control, and targeting to prevent misfolding or aggregation and to ensure efficient transfer of the nascent chain to the insertion machinery. However, little is known about the regulatory network underlying these processes. To identify factors specifically involved in the cotranslational biogenesis of the reaction center protein D1 of photosystem II we established a chloroplast-derived in vitro translation method that allows the production and affinity purification of stalled RNCs bearing nascent chains of D1 of different defined lengths. Stalled RNCs translating the soluble ribosomal subunit uS2c were affinity-purified for comparison. Quantitative tandem-mass spectrometry revealed a set of about 120 proteins specifically associated with D1 RNCs. The interactome includes proteins with broad functions in protein processing, biogenesis and metabolic pathways, such as chlorophyll biosynthesis. We identified STIC2 as a new factor specifically associated with D1 RNCs. Furthermore, our results demonstrated that the interaction of STIC2 with the thylakoid insertase Alb3 and its homologue Alb4 is mediated by the conserved motif III within the C-terminal regions of Alb3 and Alb4. Our data suggest that STIC2 is involved in cotranslational substrate delivery at the thylakoid membrane by coordinating the binding of the D1 RNCs to the insertase machinery.

Abstract Biogenesis of photosystem II (PSII), nature’s water splitting catalyst, is assisted by auxiliary proteins that form transient complexes with PSII components to facilitate stepwise assembly events. Using cryo-electron microscopy, we solved the structure of such a PSII assembly intermediate with 2.94 Å resolution. It contains three assembly factors (Psb27, Psb28, Psb34) and provides detailed insights into their molecular function. Binding of Psb28 induces large conformational changes at the PSII acceptor side, which distort the binding pocket of the mobile quinone (Q B ) and replace bicarbonate with glutamate as a ligand of the non-heme iron, a structural motif found in reaction centers of non-oxygenic photosynthetic bacteria. These results reveal novel mechanisms that protect PSII from damage during biogenesis until water splitting is activated. Our structure further demonstrates how the PSII active site is prepared for the incorporation of the Mn 4 CaO 5 cluster, which performs the unique water splitting reaction. One Sentence Highlight The high-resolution Cryo-EM structure of the photosystem II assembly intermediate PSII-I reveals how nature’s water splitting catalyst is assembled, protected and prepared for photoactivation by help of the three assembly factors Psb27, Psb28 and Psb34.

Several auxiliary factors are required for the assembly of photosystem (PS) II, one of which is Psb28. While the absence of Psb28 in cyanobacteria has little effect on PSII assembly, we show here that the Chlamydomonas psb28-null mutant is severely impaired in PSII assembly, showing drastically reduced PSII supercomplexes, dimers and monomers, while overaccumulating RCII, CP43mod and D1mod. The mutant had less PSI and more Cytb6f and showed fewer thylakoid stacks and distorted chloroplast morphology. Complexome profiling of the psb28 mutant revealed that TEF5, the homolog of Arabidopsis PSB33/LIL8, co-migrated particularly with RCII. TEF5 also interacted with PSI. A Chlamydomonas tef5 null mutant is also severely impaired in PSII assembly and overaccumulates RCII and CP43mod. RC47 was not detectable in the light-grown tef5 mutant. Our data suggest a possible role for TEF5 in facilitating the assembly of CP47mod into RCII. Both the psb28 and tef5 mutants exhibited decreased synthesis of CP47 and PsbH, suggesting negative feedback regulation possibly exerted by the accumulation of RCII and/or CP43mod in both mutants. The strong effects of missing auxiliary factors on PSII assembly in Chlamydomonas suggest a more effective protein quality control system in this alga than in land plants and cyanobacteria.

Fixation of CO 2 into the organic compound formate by formate dehydrogenases (FDHs) is regarded as the oldest autotrophic process on Earth. It has been proposed that an FDH-dependent CO 2 fixation module could support CO 2 assimilation even in photoautotrophic organisms. In the present study, we characterized FDH from Clostridium carboxidivorans ( cc FDH) due to its ability to reduce CO 2 under aerobic conditions. During the production of recombinant cc FDH, in which the selenocysteine codon was replaced by Cys, we were able to replace the W with Mo as the transition metal in the cc FDH metal cofactor, resulting in a two-fold increase of 6 μmol formate min −1 in enzyme activity. Then, we generated cc FDH variants in which the strict NADH preference of the enzyme was changed to NADPH, as this reducing agent is produced in high amounts during the photosynthetic light process. Finally, we showed that the native cc FDH can also directly use ferredoxin as a reducing agent, which is produced by the photosynthetic light reactions at photosystem I. These data collectively suggest that cc FDH and, particularly, its optimized variants can be regarded as suitable enzymes to couple formate production to photosynthesis in photoautotroph organisms, which could potentially support CO 2 assimilation via the Calvin–Benson–Bassham (CBB) cycle and minimize CO 2 losses due to photorespiration.