ABSTRACT Photoperiod is an annual cue measured by biological systems to align growth and reproduction with the seasons. In plants, photoperiodic flowering has been intensively studied for over 100 years, but we lack a complete picture of the transcriptional networks and cellular processes that are photoperiodic. We performed a transcriptomics experiment on Arabidopsis plants grown in 3 different photoperiods, and find that nearly one-third of the known genes show photoperiodic alteration in gene expression. Gene clustering, daily expression integral calculations and cis-element analysis then separate photoperiodic genes into co-expression subgroups that display 19 diverse seasonal expression patterns, opening the possibility that many photoperiod measurement systems work in parallel in Arabidopsis. Then, functional enrichment analysis predicts co-expression of important cellular pathways. To test these predictions, we generated a comprehensive catalog of genes in the phenylpropanoid biosynthesis pathway, overlaid gene expression data and demonstrated that photoperiod intersects with the two major phenylpropanoid pathways differentially, controlling flavonoids but not lignin. Finally, we describe the development of a new app that visualizes photoperiod transcriptomic data for the wider community.

The circadian clock is an endogenous oscillator, but its importance lies in its ability to impart rhythmicity on downstream biological processes or outputs. Focus has been placed on understanding the core transcription factors of the circadian clock and how they connect to outputs through regulated gene transcription. However, far less is known about posttranslational mechanisms that tether clocks to output processes through protein regulation. Here, we identify a protein degradation mechanism that tethers the clock to photomorphogenic growth. By performing a reverse genetic screen, we identify a clock-regulated F-box type E3 ubiquitin ligase, CLOCK-REGULATED F-BOX WITH A LONG HYPOCOTYL 1 ( CFH1 ), that controls hypocotyl length. We then show that CFH1 functions in parallel to red light signaling to target the transcription factor PIF3 for degradation. This work demonstrates that the circadian clock is tethered to photomorphogenesis through the ubiquitin proteasome system and that PIF3 protein stability acts as a hub to integrate information from multiple environmental signals.

The ubiquitin proteasome system is the main cellular route for protein degradation in eukaryotes. It relies on the action of E3 ubiquitin ligases to specifically recognize substrate proteins and facilitate their ubiquitylation. Three challenges inhibit studies of E3 ligase function in plants: 1) genetic redundancy, 2) labile interactions between an E3 ligase and its cognate substrates, and 3) validation of true substrates. To overcome these challenges, we have developed a decoy method that allows for rapid genetic analysis of redundant E3 ligases followed by an unbiased approach for the identification of E3 ligase interacting proteins. We coupled the decoy method with reconstitution of the ubiquitylation reaction in mammalian tissue culture cells for rapid functional analysis and validation of putative target proteins. We tested the method by studying a partially redundant family of plant F-box proteins, ZTL, LKP2, and FKF1, revealing the differential genetic impacts on the circadian clock and seasonal flowering. We also demonstrate that the plant circadian clock transcription factor CHE is a previously unknown target of ZTL. These results demonstrate a three-step method that allows for rapid genetic and biochemical characterization of redundant or partially redundant E3 ubiquitin ligases in plants and other systems.

MicroProteins have emerged as potent regulators of transcription factor activity. Here we use a combination of forward genetics and proteomics to dissect the miP1a/b microProtein complex that acts to delay the floral transition in Arabidopsis. The microProteins miP1a and miP1b can bridge an interaction between the flowering promoting factor CONSTANS (CO) and the TOPLESS (TPL) co-repressor protein to represses flowering. We find that the JUMONJI14 (JMJ14) histone demethylase is part of this repressor complex that can initiate chromatin changes in FLOWERING LOCUS T (FT) gene, the direct target of CO. Plants with mutations in JMJ14 exhibit an early flowering phenotype that is largely dependent on the activity of CO, supporting a role for CO in this repressive complex. When mis-expressed at the shoot apex, CO can induce early flowering only in the jmj14 background. Our results indicate that the repressor acts in the shoot apical meristem to keep it in an undifferentiated state until the leaf-derived florigen signal induces the conversion into a floral meristem.

The circadian clock in all eukaryotes relies on the regulated degradation of clock proteins to maintain 24-hour rhythmicity. Despite this knowledge, we know very few of the components that mediate degradation of proteins to control clock function. This is likely due to high levels of gene duplication and functional redundancy within plant E3 ubiquitin ligase gene families. In order to overcome this issue and discover E3 ubiquitin ligases that control circadian clock function, we generated a library of transgenic Arabidopsis lines expressing dominant-negative "decoy" E3 ubiquitin ligases. We determined their effects on the plant circadian clock and identified dozens of new potential regulators of circadian clock function. To demonstrate the potency of the decoy screening methodology to overcome genetic redundancy and identify bona fide clock regulators, we performed follow-up studies on PUB59 and PUB60. Using knock-out studies, we show that they redundantly control circadian clock period by regulating gene splicing. Furthermore, we confirm that they are part of a conserved protein complex that mediates splicing in eukaryotes. This work demonstrates the viability of E3 ubiquitin ligase decoys as a scalable screening platform to overcome traditional genetic challenges and discover E3 ubiquitin ligases that regulate plant developmental processes.

Abstract The agricultural pest Drosophila suzukii differs from most other Drosophila species in that it lays eggs in ripe, rather than overripe, fruit. Previously we showed that changes in bitter taste sensation accompanied this adaptation (Dweck et al., 2021). Here we show that D. suzukii has also undergone a variety of changes in sweet taste sensation. D. suzukii has a weaker preference than D. melanogaster for laying eggs on substrates containing all three primary fruit sugars: sucrose, fructose, and glucose. Major subsets of D. suzukii taste sensilla have lost electrophysiological responses to sugars. Expression of several key sugar receptor genes is reduced in the taste organs of D. suzukii . By contrast, certain mechanosensory channel genes, including nompC , are expressed at higher levels in the taste organs of D. suzukii , which has a higher preference for stiff substrates. Finally, we find that D. suzukii responds differently from D. melanogaster to combinations of sweet and mechanosensory cues. Thus, the two species differ in sweet sensation, mechanosensation, and their integration, which are all likely to contribute to the differences in their egg-laying preferences in nature.

To remain synchronous with the environment, plants constantly survey daily light conditions using an array of photoreceptors and adjust their circadian rhythms accordingly. ZEITLUPE (ZTL), a blue light photoreceptor with E3 ubiquitin ligase activity, communicates end-of-day light conditions to the circadian clock. To function properly, ZTL protein must accumulate but not destabilize target clock transcription factors before dusk, while in the dark ZTL mediates degradation of target proteins. It is not clear how ZTL can accumulate to high levels in the light while its targets remain stable. Two deubiquitylating enzymes, UBIQUITIN-SPECIFIC PROTEASE 12 and UBIQUITIN-SPECIFIC PROTEASE 13 (UBP12 and UBP13), which have opposite genetic and biochemical functions to ZTL, were shown to associate with the ZTL protein complex. Here we demonstrate that the ZTL light-dependent interacting partner, GIGANTEA (GI), recruits UBP12 and UBP13 to the ZTL photoreceptor complex. We show that loss of UBP12 and UBP13 reduces ZTL and GI protein levels through a post-transcriptional mechanism. Furthermore, the ZTL target protein TOC1 is unable to accumulate to normal levels in ubp mutants, indicating that UBP12 and UBP13 are necessary to stabilize clock transcription factors during the day. Our results demonstrate that the ZTL photoreceptor complex contains both ubiquitin-conjugating and -deconjugating enzymes, and that these two opposing enzyme types are necessary for the complex to properly regulate the circadian clock. This work also shows that deubiquitylating enzymes are a core design element of circadian clocks that is conserved from plants to animals.

Targeted degradation of proteins is mediated by E3 ubiquitin ligases and is important for the execution of many biological processes. Previously, we created and employed a large library of E3 ubiquitin ligase decoys to identify regulators of the circadian clock (Feke et al., 2019). In tandem with the screen for circadian regulators, we performed a flowering time screen using our U-box-type E3 ubiquitin ligase decoy transgenic library. We identified five U-box decoy transgenic populations that have defects in flowering time or the floral development program. We used additional genetic and biochemical studies to validate PLANT U-BOX 14 ( PUB14 ), MOS4-ASSOCIATED COMPLEX 3A ( MAC3A ), and MAC3B as bona fide regulators of flowering time. This work reinforces the utility of the decoy library in identifying regulators of important developmental transitions in plants and expands the scope of the technique beyond our previous studies.

Abstract The small LOV/F-box/Kelch family of E3 ubiquitin ligases plays an essential role in the regulation of plant circadian clocks and flowering time by sensing dusk. The family consists of three members, ZEITLUPE (ZTL), LOV KELCH PROTEIN 2 (LKP2), and FLAVIN-BINDING KELCH REPEAT F-BOX PROTEIN 1 (FKF1), which share a unique protein domain architecture allowing them to act as photoreceptors that transduce light signals via altering stability of target proteins. Despite intensive study of this protein family we still lack important knowledge about the biochemical and functional roles of the protein domains that comprise these unique photoreceptors. Here, we perform comparative analyses of transgenic lines constitutively expressing the photoreceptor LOV domain or the Kelch repeat protein-protein interaction domains of ZTL, FKF1, and LKP2. Expression of each domain alone is sufficient to disrupt circadian rhythms and flowering time, but each domain differs in the magnitude of effect. Immunoprecipitation followed by mass spectrometry with the ZTL Kelch repeat domain identified a suite of potential interacting partners. Furthermore, the ZTL Kelch repeat domain mediates interaction with the LOV domain of ZTL and the ZTL homologs LKP2 and FKF1. This suggests that the Kelch repeat domain of ZTL may mediate homo- and hetero-dimerization of the three LOV/F-box/Kelch proteins and provide added insight into the composition of the protein complexes and an additional role for the Kelch repeat domain.

Abstract Plants have served as a preeminent study system for photoperiodism because of their propensity to flower in concordance with the seasons. A nearly singular focus on understanding seasonal flowering has been to the detriment of discovering other photoperiod measuring mechanisms that may be necessary for vegetative health. Here we use bioinformatics to identify a group of winter photoperiod-induced genes in Arabidopsis and show that one, PP2-A13 , is critical for fitness and survival, exclusively in winter-like photoperiods. We create a real-time photoperiod reporter, using the PP2-A13 promoter driving luciferase, and show that winter photoperiod genes are regulated independent of the canonical CO/FT mechanism for photoperiodic flowering. The reporter then allows us to identify the first genetic and cellular drivers of winter photoperiodism and reveal a mechanism that relies on coincidence between light capture through photosynthesis and rhythmic metabolism. This work demonstrates that plants have distinct photoperiod measuring mechanisms that enact critical biological and developmental processes in different seasons.