Polo et al. show that early-passage induced pluripotent stem cells retain an epigenetic memory of their cell type of origin. These epigenetic differences affect the cells’ differentiation potential and might be exploited to generate particular cell types of interest. Induced pluripotent stem cells (iPSCs) have been derived from various somatic cell populations through ectopic expression of defined factors. It remains unclear whether iPSCs generated from different cell types are molecularly and functionally similar. Here we show that iPSCs obtained from mouse fibroblasts, hematopoietic and myogenic cells exhibit distinct transcriptional and epigenetic patterns. Moreover, we demonstrate that cellular origin influences the in vitro differentiation potentials of iPSCs into embryoid bodies and different hematopoietic cell types. Notably, continuous passaging of iPSCs largely attenuates these differences. Our results suggest that early-passage iPSCs retain a transient epigenetic memory of their somatic cells of origin, which manifests as differential gene expression and altered differentiation capacity. These observations may influence ongoing attempts to use iPSCs for disease modeling and could also be exploited in potential therapeutic applications to enhance differentiation into desired cell lineages.

Factor-induced reprogramming of somatic cells into induced pluripotent stem cells (iPSCs) is inefficient, complicating mechanistic studies. Here, we examined defined intermediate cell populations poised to becoming iPSCs by genome-wide analyses. We show that induced pluripotency elicits two transcriptional waves, which are driven by c-Myc/Klf4 (first wave) and Oct4/Sox2/Klf4 (second wave). Cells that become refractory to reprogramming activate the first but fail to initiate the second transcriptional wave and can be rescued by elevated expression of all four factors. The establishment of bivalent domains occurs gradually after the first wave, whereas changes in DNA methylation take place after the second wave when cells acquire stable pluripotency. This integrative analysis allowed us to identify genes that act as roadblocks during reprogramming and surface markers that further enrich for cells prone to forming iPSCs. Collectively, our data offer new mechanistic insights into the nature and sequence of molecular events inherent to cellular reprogramming.

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) have been generated by enforced expression of defined sets of transcription factors in somatic cells. It remains controversial whether iPSCs are molecularly and functionally equivalent to blastocyst-derived embryonic stem (ES) cells. By comparing genetically identical mouse ES cells and iPSCs, we show here that their overall messenger RNA and microRNA expression patterns are indistinguishable with the exception of a few transcripts encoded within the imprinted Dlk1–Dio3 gene cluster on chromosome 12qF1, which were aberrantly silenced in most of the iPSC clones. Consistent with a developmental role of the Dlk1–Dio3 gene cluster, these iPSC clones contributed poorly to chimaeras and failed to support the development of entirely iPSC-derived animals (‘all-iPSC mice’). In contrast, iPSC clones with normal expression of the Dlk1–Dio3 cluster contributed to high-grade chimaeras and generated viable all-iPSC mice. Notably, treatment of an iPSC clone that had silenced Dlk1–Dio3 with a histone deacetylase inhibitor reactivated the locus and rescued its ability to support full-term development of all-iPSC mice. Thus, the expression state of a single imprinted gene cluster seems to distinguish most murine iPSCs from ES cells and allows for the prospective identification of iPSC clones that have the full development potential of ES cells. The extent to which iPS (induced pluripotent stem) cells are equivalent to embryonic stem (ES) cells is an open question. Some reports claim that hundreds of genes are aberrantly expressed in iPS compared with ES cells, yet iPS cells can satisfy one of the most stringent tests for developmental potential by producing all-iPS cell mice via tetraploid embryo complementation. To address this question with a minimum of complicating factors, Stadtfeld et al. compared gene expression in genetically identical mouse ES and iPS cells. They find overall mRNA and microRNA expression patterns that are indistinguishable, apart from a few transcripts and fewer than 20 microRNAs encoded by an imprinted gene cluster on chromosome 12qF1. The developmental potential of iPS cells depends on whether genes are silenced or active on this site. Induced pluripotent stem cells (iPSCs) are generated by the enforced expression of particular transcription factors in somatic cells. The extent to which such cells are equivalent to embryonic stem (ES) cells is an open question. Here, genetically identical mouse ES cells and iPSCs have been compared; the overall expression patterns of messenger RNAs and microRNAs are the same, with the exception of a few transcripts encoded within an imprinted gene cluster on chromosome 12qF1.

Konrad Hochedlinger and colleagues show that ascorbic acid enhances cellular reprogramming by preventing hypermethylation of the imprinted Dlk1-Dio3 locus. They use this approach to generate adult mice derived entirely from induced pluripotent stem cells obtained through reprogramming of terminally differentiated B cells. The generation of induced pluripotent stem cells (iPSCs) often results in aberrant epigenetic silencing of the imprinted Dlk1-Dio3 gene cluster, compromising the ability to generate entirely iPSC-derived adult mice ('all-iPSC mice'). Here, we show that reprogramming in the presence of ascorbic acid attenuates hypermethylation of Dlk1-Dio3 by enabling a chromatin configuration that interferes with binding of the de novo DNA methyltransferase Dnmt3a. This approach allowed us to generate all-iPSC mice from mature B cells, which have until now failed to support the development of exclusively iPSC-derived postnatal animals. Our data show that transcription factor–mediated reprogramming can endow a defined, terminally differentiated cell type with a developmental potential equivalent to that of embryonic stem cells. More generally, these findings indicate that culture conditions during cellular reprogramming can strongly influence the epigenetic and biological properties of the resultant iPSCs.

Although transcriptional regulation of stem cell pluripotency and differentiation has been extensively studied, only a small number of studies have addressed the roles for posttranslational modifications in these processes. A key mechanism of posttranslational modification is ubiquitination by the ubiquitin-proteasome system (UPS). Here, using shotgun proteomics, we map the ubiquitinated protein landscape during embryonic stem cell (ESC) differentiation and induced pluripotency. Moreover, using UPS-targeted RNAi screens, we identify additional regulators of pluripotency and differentiation. We focus on two of these proteins, the deubiquitinating enzyme Psmd14 and the E3 ligase Fbxw7, and characterize their importance in ESC pluripotency and cellular reprogramming. This global characterization of the UPS as a key regulator of stem cell pluripotency opens the way for future studies that focus on specific UPS enzymes or ubiquitinated substrates.

Two distinct fates, pluripotent epiblast (EPI) and primitive (extra-embryonic) endoderm (PrE), arise from common progenitor cells, the inner cell mass (ICM), in mammalian embryos. To study how these sister identities are forged, we leveraged embryonic (ES) and e

ABSTRACT The identity of dividing cells is challenged during mitosis, as transcription is halted and chromatin architecture drastically altered. How cell type-specific gene expression and genomic organization are faithfully reset upon G1 entry in daughter cells remains elusive. To address this issue, we characterized at a genome-wide scale the dynamic transcriptional and architectural resetting of mouse pluripotent stem cells (PSCs) upon mitotic exit. This revealed distinct patterns of transcriptional reactivation with rapid induction of stem cell genes and their enhancers, a more gradual recovery of metabolic and cell cycle genes, and a weak and transient activation of lineage-specific genes only during G1. Topological reorganization also occurred in an asynchronous manner and associated with the levels and kinetics of transcriptional reactivation. Chromatin interactions around active promoters and enhancers, and particularly super enhancers, reformed at a faster rate than CTCF/Cohesin-bound structural loops. Interestingly, regions with mitotic retention of the active histone mark H3K27ac and/or specific DNA binding factors showed faster transcriptional and architectural resetting, and chemical inhibition of H3K27 acetylation specifically during mitosis abrogated rapid reactivation of H3K27ac-bookmarked genes. Finally, we observed a contact between the promoter of an endoderm master regulator, Gata6 , and a novel enhancer which was preestablished in PSCs and preserved during mitosis. Our study provides an integrative map of the topological and transcriptional changes that lead to the resetting of pluripotent stem cell identity during mitotic exit, and reveals distinct patterns and features that balance the dual requirements for self-renewal and differentiation.

Functional enhancer annotation is critical for understanding tissue-specific transcriptional regulation and prioritizing disease-associated non-coding variants. However, unbiased enhancer discovery in disease-relevant contexts remains challenging. To identify enhancers pertinent to diabetes, we conducted a CRISPR interference (CRISPRi) screen in the human pluripotent stem cell (hPSC) pancreatic differentiation system. Among the enhancers identified, we focused on an enhancer we named ONECUT1e-664kb, ∼664 kb from the ONECUT1 promoter. Previous studies have linked ONECUT1 coding mutations to pancreatic hypoplasia and neonatal diabetes. We found that homozygous deletion of ONECUT1e-664kb in hPSCs leads to a near-complete loss of ONECUT1 expression and impaired pancreatic differentiation. ONECUT1e-664kb contains a type 2 diabetes-associated variant (rs528350911) disrupting a GATA motif. Introducing the risk variant into hPSCs reduced binding of key pancreatic transcription factors (GATA4, GATA6, and FOXA2), supporting its causal role in diabetes. This work highlights the utility of unbiased enhancer discovery in disease-relevant settings for understanding monogenic and complex disease.

Transposable elements (TEs) are abundant in the human genome, and they provide the sources for genetic and functional diversity. The regulation of TEs expression and their functional consequences in physiological conditions and cancer development remain to be fully elucidated. Previous studies suggested TEs are repressed by DNA methylation and chromatin modifications. The effect of 3D chromatin topology on TE regulation remains elusive. Here, by integrating transcriptome and 3D genome architecture studies, we showed that haploinsufficient loss of

Naïve pluripotent stem cells (nPSC) frequently undergo pathological and not readily reversible loss of DNA methylation marks at imprinted gene loci. This abnormality poses a hurdle for using pluripotent cell lines in biomedical applications and underscores the need to identify the causes of imprint instability in these cells. We show that nPSCs from inbred mouse strains exhibit pronounced strain-specific susceptibility to locus-specific deregulation of imprinting marks during reprogramming to pluripotency and upon culture with MAP kinase inhibitors, a common approach to maintain naïve pluripotency. Analysis of genetically highly diverse nPSCs from the Diversity Outbred (DO) stock confirms that genetic variation is a major determinant of epigenome stability in pluripotent cells. We leverage the variable DNA hypomethylation in DO lines to identify several trans-acting quantitative trait loci (QTLs) that determine epigenome stability at either specific target loci or genome-wide. Candidate factors encoded by two multi-target QTLs on chromosomes 4 and 17 suggest specific transcriptional regulators that contribute to DNA methylation maintenance in nPSCs. We propose that genetic variants represent candidate biomarkers to identify pluripotent cell lines with desirable properties and might serve as entry points for the targeted engineering of nPSCs with stable epigenomes.