Abstract A goal of de novo protein design is to develop a systematic and robust approach to generating complex nanomaterials from stable building blocks. Due to their structural regularity and simplicity, a wide range of monomeric repeat proteins and oligomeric helical bundle structures have been designed and characterized. Here we describe a stepwise hierarchical approach to building up multi-component symmetric protein assemblies using these structures. We first connect designed helical repeat proteins (DHRs) to designed helical bundle proteins (HBs) to generate a large library of heterodimeric and homooligomeric building blocks; the latter have cyclic symmetries ranging from C2 to C6. All of the building blocks have repeat proteins with accessible termini, which we take advantage of in a second round of architecture guided rigid helical fusion (WORMS) to generate larger symmetric assemblies including C3 and C5 cyclic and D2 dihedral rings, a tetrahedral cage, and a 120 subunit icosahedral cage. Characterization of the structures by small angle x-ray scattering, x-ray crystallography, and cryo-electron microscopy demonstrates that the hierarchical design approach can accurately and robustly generate a wide range of macromolecular assemblies; with a diameter of 43nm, the icosahedral nanocage is the largest structurally validated designed cage to date. The computational methods and building block sets described here provide a very general route to new de novo designed symmetric protein nanomaterials.

Many growth factors and cytokines signal by binding to the extracellular domains of their receptors and driving association and transphosphorylation of the receptor intracellular tyrosine kinase domains, initiating downstream signaling cascades. To enable systematic exploration of how receptor valency and geometry affect signaling outcomes, we designed cyclic homo-oligomers with up to 8 subunits using repeat protein building blocks that can be modularly extended. By incorporating a de novo-designed fibroblast growth factor receptor (FGFR)-binding module into these scaffolds, we generated a series of synthetic signaling ligands that exhibit potent valency- and geometry-dependent Ca2+ release and mitogen-activated protein kinase (MAPK) pathway activation. The high specificity of the designed agonists reveals distinct roles for two FGFR splice variants in driving arterial endothelium and perivascular cell fates during early vascular development. Our designed modular assemblies should be broadly useful for unraveling the complexities of signaling in key developmental transitions and for developing future therapeutic applications.

Abstract General approaches for designing sequence-specific peptide binding proteins would have wide utility in proteomics and synthetic biology. Although considerable progress has been made in designing proteins which bind to other proteins, the general peptide binding problem is more challenging as most peptides do not have defined structures in isolation, and to offset the loss in solvation upon binding the protein binding interface has to provide specific hydrogen bonds that complement the majority of the buried peptide’s backbone polar groups ( 1 – 3 ). Inspired by natural repeat protein-peptide complexes, and engineering efforts to alter their specificity ( 4 – 11 ), we describe a general approach for de novo design of proteins made out of repeating units that bind peptides with repeating sequences such that there is a one to one correspondence between repeat units on the protein and peptide. We develop a rapid docking plus geometric hashing method to identify protein backbones and protein-peptide rigid body arrangements that are compatible with bidentate hydrogen bonds between side chains on the protein and the backbone of the peptide ( 12 ); the remainder of the protein sequence is then designed using Rosetta to incorporate additional interactions with the peptide and drive folding to the desired structure. We use this approach to design, from scratch, alpha helical repeat proteins that bind six different tripeptide repeat sequences--PLP, LRP, PEW, IYP, PRM and PKW--in near polyproline 2 helical conformations. The proteins are expressed at high levels in E. coli, are hyperstable, and bind peptides with 4-6 copies of the target tripeptide sequences with nanomolar to picomolar affinities both in vitro and in living cells. Crystal structures reveal repeating interactions between protein and peptide interactions as designed, including a ladder of protein sidechain to peptide backbone hydrogen bonds. By redesigning the binding interfaces of individual repeat units, specificity can be achieved for non-repeating sequences, and for naturally occuring proteins containing disordered regions. Our approach provides a general route to designing specific binding proteins for a broad range of repeating and non-repetitive peptide sequences.

Abstract Natural photosystems couple light harvesting to charge separation using a ‘special pair’ of chlorophyll molecules that accepts excitation energy from the antenna and initiates an electron-transfer cascade. To investigate the photophysics of special pairs independently of the complexities of native photosynthetic proteins, and as a first step toward creating synthetic photosystems for new energy conversion technologies, we designed C 2 -symmetric proteins that hold two chlorophyll molecules in closely juxtaposed arrangements. X-ray crystallography confirmed that one designed protein binds two chlorophylls in the same orientation as native special pairs, whereas a second designed protein positions them in a previously unseen geometry. Spectroscopy revealed that the chlorophylls are excitonically coupled, and fluorescence lifetime imaging demonstrated energy transfer. The cryo-electron microscopy structure of a designed 24-chlorophyll octahedral nanocage with a special pair on each edge closely matched the design model. The results suggest that the de novo design of artificial photosynthetic systems is within reach of current computational methods.

Growth factors and cytokines signal by binding to the extracellular domains of their receptors and drive association and transphosphorylation of the receptor intracellular tyrosine kinase domains, initiating downstream signaling cascades. To enable systematic exploration of how receptor valency and geometry affects signaling outcomes, we designed cyclic homo-oligomers with up to 8 subunits using repeat protein building blocks that can be modularly extended. By incorporating a de novo designed fibroblast growth-factor receptor (FGFR) binding module into these scaffolds, we generated a series of synthetic signaling ligands that exhibit potent valency- and geometry-dependent Ca2+ release and MAPK pathway activation. The high specificity of the designed agonists reveal distinct roles for two FGFR splice variants in driving endothelial and mesenchymal cell fates during early vascular development. The ability to incorporate receptor binding domains and repeat extensions in a modular fashion makes our designed scaffolds broadly useful for probing and manipulating cellular signaling pathways.

Pathogenic IgG4 autoantibodies in autoimmune myasthenia gravis (MG) are functionally monovalent as a result of Fab-arm exchange. The origin and development of these unique autoantibodies are not well understood. We examined MG patient-derived monoclonal autoantibodies (mAbs), their corresponding germline-encoded unmutated common ancestors (UCA) and monovalent antigen-binding fragments (Fabs) to investigate how antigen-driven affinity maturation contributes to both binding and immunopathology. Mature mAbs, their UCA counterparts and mature monovalent Fabs bound to the autoantigen and retained their pathogenic capacity. However, monovalent UCA Fabs still bound the autoantigen but lost their pathogenic capacity. The mature Fabs were characterized by very high affinity (sub-nanomolar) driven by a rapid on-rate and slow off-rate. However, the UCA affinity was approximately 100-fold less than the mature Fabs, which was driven by a rapid off-rate. Crystal structures of two Fabs shed light on how mutations acquired during affinity maturation may contribute to increased MuSK binding affinity. These collective findings indicate that the autoantigen initiates the autoimmune response in MuSK MG and drives autoimmunity through the accumulation of somatic hypermutation such that monovalent IgG4 Fab-arm exchanged MG autoantibodies reach a high affinity threshold required for pathogenic capacity.

Abstract A wooden house frame consists of many different lumber pieces, but because of the regularity of these building blocks, the structure can be designed using straightforward geometrical principles. The design of multicomponent protein assemblies in comparison has been much more complex, largely due to the irregular shapes of protein structures 1 . Here we describe extendable linear, curved, and angled protein building blocks, as well as inter-block interactions that conform to specified geometric standards; assemblies designed using these blocks inherit their extendability and regular interaction surfaces, enabling them to be expanded or contracted by varying the number of modules, and reinforced with secondary struts. Using X-ray crystallography and electron microscopy, we validate nanomaterial designs ranging from simple polygonal and circular oligomers that can be concentrically nested, up to large polyhedral nanocages and unbounded straight “train track” assemblies with reconfigurable sizes and geometries that can be readily blueprinted. Because of the complexity of protein structures and sequence-structure relationships, it has not been previously possible to build up large protein assemblies by deliberate placement of protein backbones onto a blank 3D canvas; the simplicity and geometric regularity of our design platform now enables construction of protein nanomaterials according to “back of an envelope” architectural blueprints.