Protein phosphorylation is a post-translational modification widely used to regulate cellular responses. Recent studies showed that global phosphorylation analysis could be used to study signaling pathways and to identify targets of protein kinases in cells. A key objective of global phosphorylation analysis is to obtain an in-depth mapping of low abundance protein phosphorylation in cells; this necessitates the use of suitable separation techniques because of the complexity of the phosphoproteome. Here we developed a multidimensional chromatography technology, combining IMAC, hydrophilic interaction chromatography, and reverse phase LC, for phosphopeptide purification and fractionation. Its application to the yeast Saccharomyces cerevisiae after DNA damage led to the identification of 8764 unique phosphopeptides from 2278 phosphoproteins using tandem MS. Analysis of two low abundance proteins, Rad9 and Mrc1, revealed that ∼50% of their phosphorylation was identified via this global phosphorylation analysis. Thus, this technology is suited for in-depth phosphoproteome studies. Protein phosphorylation is a post-translational modification widely used to regulate cellular responses. Recent studies showed that global phosphorylation analysis could be used to study signaling pathways and to identify targets of protein kinases in cells. A key objective of global phosphorylation analysis is to obtain an in-depth mapping of low abundance protein phosphorylation in cells; this necessitates the use of suitable separation techniques because of the complexity of the phosphoproteome. Here we developed a multidimensional chromatography technology, combining IMAC, hydrophilic interaction chromatography, and reverse phase LC, for phosphopeptide purification and fractionation. Its application to the yeast Saccharomyces cerevisiae after DNA damage led to the identification of 8764 unique phosphopeptides from 2278 phosphoproteins using tandem MS. Analysis of two low abundance proteins, Rad9 and Mrc1, revealed that ∼50% of their phosphorylation was identified via this global phosphorylation analysis. Thus, this technology is suited for in-depth phosphoproteome studies. Cells are highly responsive to their environment. Protein phosphorylation is a widely used post-translational modification that regulates many biological processes in cells. The phosphoproteome, referring to the phosphorylation profile of cells, undergoes many changes in response to various stimuli. Recent advances in MS have made it possible to identify thousands of phosphopeptides (1Ficarro S.B. McCleland M.L. Stukenberg P.T. Burke D.J. Ross M.M. Shabanowitz J. Hunt D.F. White F.M. Phosphoproteome analysis by mass spectrometry and its application to Saccharomyces cerevisiae.Nat. Biotechnol. 2002; 20: 301-305Crossref PubMed Scopus (1498) Google Scholar, 2Beausoleil S.A. Jedrychowski M. Schwartz D. Elias J.E. Villen J. Li J. Cohn M.A. Cantley L.C. Gygi S.P. Large-scale characterization of HeLa cell nuclear phosphoproteins.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2004; 101: 12130-12135Crossref PubMed Scopus (1237) Google Scholar, 3Li X. Gerber S.A. Rudner A.D. Beausoleil S.A. Haas W. Villen J. Elias J.E. Gygi S.P. Large-scale phosphorylation analysis of alpha-factor-arrested Saccharomyces cerevisiae.J. Proteome Res. 2007; 6: 1190-1197Crossref PubMed Scopus (259) Google Scholar, 4Chi A. Huttenhower C. Geer L.Y. Coon J.J. Syka J.E. Bai D.L. Shabanowitz J. Burke D.J. Troyanskaya O.G. Hunt D.F. Analysis of phosphorylation sites on proteins from Saccharomyces cerevisiae by electron transfer dissociation (ETD) mass spectrometry.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007; 104: 2193-2198Crossref PubMed Scopus (498) Google Scholar, 5Bodenmiller B. Malmstrom J. Gerrits B. Campbell D. Lam H. Schmidt A. Rinner O. Mueller L.N. Shannon P.T. Pedrioli P.G. Panse C. Lee H.K. Schlapbach R. Aebersold R. PhosphoPep—a phosphoproteome resource for systems biology research in Drosophila Kc167 cells.Mol. Syst. Biol. 2007; 3: 139Crossref PubMed Scopus (159) Google Scholar). Furthermore various stable isotope labeling methods have been used to quantify changes of protein phosphorylation in cells (6Gruhler A. Olsen J.V. Mohammed S. Mortensen P. Faergeman N.J. Mann M. Jensen O.N. Quantitative phosphoproteomics applied to the yeast pheromone signaling pathway.Mol. Cell. Proteomics. 2005; 4: 310-327Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (698) Google Scholar, 7Olsen J.V. Blagoev B. Gnad F. Macek B. Kumar C. Mortensen P. Mann M. Global, in vivo, and site-specific phosphorylation dynamics in signaling networks.Cell. 2006; 127: 635-648Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (2825) Google Scholar, 8Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Zhou H. Proteome-wide identification of in vivo targets of DNA damage checkpoint kinases.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007; 104: 10364-10369Crossref PubMed Scopus (334) Google Scholar). These studies illustrate the potential of phosphoproteomics technology to study phosphorylation-mediated signal transduction processes on a large scale. The phosphoproteome in cells is highly complex, containing phosphorylation of both high and low abundance proteins on multiple sites. To identify phosphorylation of low abundance proteins in a global phosphorylation analysis, it is necessary to have an in-depth mapping of the phosphoproteome. Toward this goal, several methods were developed to purify phosphopeptides prior to their MS analysis, including the use of titanium dioxide, IMAC, and others (1Ficarro S.B. McCleland M.L. Stukenberg P.T. Burke D.J. Ross M.M. Shabanowitz J. Hunt D.F. White F.M. Phosphoproteome analysis by mass spectrometry and its application to Saccharomyces cerevisiae.Nat. Biotechnol. 2002; 20: 301-305Crossref PubMed Scopus (1498) Google Scholar, 9Bodenmiller B. Mueller L.N. Mueller M. Domon B. Aebersold R. Reproducible isolation of distinct, overlapping segments of the phosphoproteome.Nat. Methods. 2007; 4: 231-237Crossref PubMed Scopus (506) Google Scholar, 10Larsen M.R. Thingholm T.E. Jensen O.N. Roepstorff P. Jorgensen T.J. Highly selective enrichment of phosphorylated peptides from peptide mixtures using titanium dioxide microcolumns.Mol. Cell. Proteomics. 2005; 4: 873-886Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (1335) Google Scholar, 11Tao W.A. Wollscheid B. O'Brien R. Eng J.K. Li X.J. Bodenmiller B. Watts J.D. Hood L. Aebersold R. Quantitative phosphoproteome analysis using a dendrimer conjugation chemistry and tandem mass spectrometry.Nat. Methods. 2005; 2: 591-598Crossref PubMed Scopus (282) Google Scholar). These methods allowed a high degree enrichment of phosphopeptides for subsequent analysis. To analyze the purified phosphopeptides, the use of reverse phase-based HPLC (RP-HPLC) 1The abbreviations used are: RP-HPLC, reverse phase-based HPLC; HILIC, hydrophilic interaction chromatography; SCX, strong cation exchange; MMS, methyl methanesulfonate; IgG, immunoglobulin G. 1The abbreviations used are: RP-HPLC, reverse phase-based HPLC; HILIC, hydrophilic interaction chromatography; SCX, strong cation exchange; MMS, methyl methanesulfonate; IgG, immunoglobulin G. and MS/MS can identify hundreds of phosphopeptides in a single analysis; however, this alone is insufficient for an in-depth mapping of the phosphoproteome. Strong cation exchange (SCX) chromatography is commonly used to fractionate peptides (12Washburn M.P. Wolters D. Yates III, J.R. Large-scale analysis of the yeast proteome by multidimensional protein identification technology.Nat. Biotechnol. 2001; 19: 242-247Crossref PubMed Scopus (4082) Google Scholar). Recently an SCX column was used to fractionate phosphopeptides, and as a result, many more phosphopeptides were identified (2Beausoleil S.A. Jedrychowski M. Schwartz D. Elias J.E. Villen J. Li J. Cohn M.A. Cantley L.C. Gygi S.P. Large-scale characterization of HeLa cell nuclear phosphoproteins.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2004; 101: 12130-12135Crossref PubMed Scopus (1237) Google Scholar, 3Li X. Gerber S.A. Rudner A.D. Beausoleil S.A. Haas W. Villen J. Elias J.E. Gygi S.P. Large-scale phosphorylation analysis of alpha-factor-arrested Saccharomyces cerevisiae.J. Proteome Res. 2007; 6: 1190-1197Crossref PubMed Scopus (259) Google Scholar, 6Gruhler A. Olsen J.V. Mohammed S. Mortensen P. Faergeman N.J. Mann M. Jensen O.N. Quantitative phosphoproteomics applied to the yeast pheromone signaling pathway.Mol. Cell. Proteomics. 2005; 4: 310-327Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (698) Google Scholar, 8Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Zhou H. Proteome-wide identification of in vivo targets of DNA damage checkpoint kinases.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007; 104: 10364-10369Crossref PubMed Scopus (334) Google Scholar). Clearly fractionation of phosphopeptides is necessary for a higher coverage of the phosphoproteome. However, it was found that some phosphopeptides did not bind to the SCX column, and other phosphopeptides were mostly eluted from the SCX column earlier than unphosphorylated peptides (13Peng J. Elias J.E. Thoreen C.C. Licklider L.J. Gygi S.P. Evaluation of multidimensional chromatography coupled with tandem mass spectrometry (LC/LC-MS/MS) for large-scale protein analysis: the yeast proteome.J. Proteome Res. 2003; 2: 43-50Crossref PubMed Scopus (1382) Google Scholar). 2C. P. Albuquerque, M. B. Smolka, S. H. Payne, V. Bafna, J. Eng, and H. Zhou, unpublished observation. 2C. P. Albuquerque, M. B. Smolka, S. H. Payne, V. Bafna, J. Eng, and H. Zhou, unpublished observation. These observations indicated a relatively weak binding between the SCX resins and phosphopeptides. To analyze phosphopeptides using MS, RP-HPLC is commonly used to further fractionate the phosphopeptides. It was observed that the presence of salt, regardless whether it is volatile or not, would compromise the binding and separation of many phosphopeptides via RP-HPLC. This is likely because many phosphopeptides are hydrophilic and bind less tightly to RP-HPLC columns. Unfortunately desalting of phosphopeptides is typically performed using reverse phase C18-based columns. Therefore, to minimize loss of phosphopeptides, it is important to have fewer desalting steps. With these considerations, we sought to develop an alternative chromatography method for phosphopeptide fractionation. Ideally such chromatography does not require the use of salt-containing buffers and provides an orthogonal separation compared with RP-HPLC. Hydrophilic interaction chromatography (HILIC) is a less commonly used method for peptide fractionation despite that it is often used to fractionate small metabolites (14Yoshida T. Peptide separation by hydrophilic-interaction chromatography: a review.J. Biochem. Biophys. Methods. 2004; 60: 265-280Crossref PubMed Scopus (228) Google Scholar). Interestingly a recent study of the separation of unphosphorylated peptides using SCX, HILIC, and RP-HPLC indicated that a better orthogonal separation could occur between HILIC and RP-HPLC for unphosphorylated peptides (15Boersema P.J. Divecha N. Heck A.J. Mohammed S. Evaluation and optimization of ZIC-HILIC-RP as an alternative MudPIT strategy.J. Proteome Res. 2007; 6: 937-946Crossref PubMed Scopus (181) Google Scholar, 16Gilar M. Olivova P. Daly A.E. Gebler J.C. Orthogonality of separation in two-dimensional liquid chromatography.Anal. Chem. 2005; 77: 6426-6434Crossref PubMed Scopus (678) Google Scholar). The observed orthogonal separation between HILIC and RP-HPLC likely reflects their different mechanisms of separation. Although RP-HPLC depends on the interaction with the hydrophobic amino acid side chains, HILIC depends on the interaction with those hydrophilic and possibly charged amino acid residues via hydrogen bonding and ionic interactions. Moreover because phosphopeptides are generally hydrophilic and charged, one would expect that phosphopeptides should interact more strongly with HILIC than do unphosphorylated peptides. Thus, it should be possible to separate phosphopeptides using HILIC. Here we investigated the use of HILIC for phosphopeptide separation and found that it provided a largely orthogonal separation of phosphopeptides with RP-HPLC. A multidimensional chromatography technology combining IMAC, HILIC, and RP-HPLC in a sequential order was thus developed for the purification and separation of phosphopeptides. This technology was designed to have minimal manual steps and found to provide an in-depth and sensitive mapping of the phosphoproteome of the yeast Saccharomyces cerevisiae after genotoxic stress. All commonly used chemicals were obtained from Sigma-Aldrich unless noted otherwise. Resins from three silica-nitrilotriacetic acid spin columns (Qiagen, Valencia, CA) were added to 50 ml of buffer containing 5 mm EDTA (pH 8.0) and 1 m NaCl and incubated for 1 h at room temperature under rotation. The resins were then spun down and washed sequentially with 50 ml of water and 50 ml of 0.6% acetic acid and finally incubated with 50 ml of 100 mm FeCl3 in 0.3% acetic acid for 1 h under rotation. The resins were then washed with 50 ml of 0.6% acetic acid; then with 50 ml of a solution containing 25% acetonitrile, 0.1 m NaCl, and 0.1% acetic acid; and then two more times with 50 ml of 0.1% acetic acid. Finally the resins were resuspended in 0.1% acetic acid as a 50% (v/v) slurry and stored at 4 °C (17Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Schmidt K.H. Wei X.X. Kolodner R.D. Zhou H. Dynamic changes in protein-protein interaction and protein phosphorylation probed with amine-reactive isotope tag.Mol. Cell. Proteomics. 2005; 4: 1358-1369Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (63) Google Scholar). Yeast cells (RDK2669: MATα, ura3–52, leu2c:\working\Bhatia\2020\08-aug\asmb\upload\j-elbm0001-01421, trp1c:\working\Bhatia\2020\08-aug\asmb\upload\j-elbm0001-014263, his3c:\working\Bhatia\2020\08-aug\asmb\upload\j-elbm0001-0142200, lys2c:\working\Bhatia\2020\08-aug\asmb\upload\j-elbm0001-0142Bgl, hom3–10, ade2c:\working\Bhatia\2020\08-aug\asmb\upload\j-elbm0001-01421, ade8) were grown in 2 liters of YPD medium until an A600 of 0.7, then treated with 0.05% methyl methanesulfonate (MMS) for 3 h, and harvested. Protein extract was prepared by grinding 5 g of yeast cell pellet in an ice-cold bead beater in 40 ml of lysis buffer containing 50 mm Tris-HCl (pH 8.0), 150 mm NaCl, 0.2% Nonidet P-40, 5 mm EDTA, 5 mm NaF, 10 mm β-glycerophosphate, and 1 mm phenylmethylsulfonyl fluoride. Cell debris were removed by centrifugation at 30,000 × g for 30 min. SDS was added to a final concentration of 1% along with 5 mm DTT for 5 min at 50 °C. After cooling to room temperature, iodoacetamide was added to a final concentration of 30 mm for 40 min. The proteins were precipitated using 3 volumes of 50% (v/v) ethanol/acetone for 30 min at 4 °C. Precipitated proteins were resuspended with a buffer containing 8 m urea and 100 mm Tris-HCl (pH 8.0), and the protein concentration was measured using the Bradford assay. The sample was then diluted using 50 mm Tris-HCl (pH 8.0) and 150 mm NaCl (TBS) so that the final concentration of urea was below 2 m. Six milligrams of proteins were then digested by 100 μg of trypsin at 37 °C overnight. The proteolyzed sample was acidified using TFA to a final concentration of 0.2% and then spun down for 20 min at 4000 × g to remove any insoluble material. The cleared peptide sample was loaded to a 200-mg Sep-Pak C18 column (Waters), washed two times with 3 ml of 1% acetic acid, then eluted by 600 μl of 80% acetonitrile and 0.1% acetic acid, and dried. The dried peptides were resuspended in 100 μl of 1% acetic acid and loaded to a gel loading tip column containing 20 μl of IMAC resin. After loading, the IMAC resin was washed twice with 20 μl of wash buffer containing 25% acetonitrile, 100 mm NaCl, and 0.1% acetic acid and then with 20 μl of 1% acetic acid; finally eluted by 100 μl of 1% phosphoric acid; and dried under vacuum. A TAF tag containing two copies of protein A, tobacco etch virus cleavage site, six histidines, and three copies of the FLAG peptide was inserted at the C terminus of either the Rad9 or Mrc1 protein using a G418 selection marker and RDK2669 yeast background as described previously (18Chen S. Smolka M.B. Zhou H. Mechanism of Dun1 activation by Rad53 phosphorylation in Saccharomyces cerevisiae.J. Biol. Chem. 2007; 282: 986-995Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (63) Google Scholar). Rad9-TAF and Mrc1-TAF cells were grown in 2 liters of YPD medium until an A600 of 0.7, then treated with 0.05% MMS for 3 h, and harvested. Protein extract was prepared the same way as above, and 500 mg of proteins were obtained. Protein extract was incubated with 0.1 ml of human immunoglobulin G (IgG)-Sepharose resin (GE Healthcare) for 4 h in the cold room under rotation. The IgG resin was then washed with 10 ml of lysis buffer and then with 5 ml of TBS. The proteins were eluted from the IgG resin using 800 μl of 5% acetic acid and 1 m urea. The eluted proteins were dried under reduced pressure, and then 1 m Tris base was used to neutralize the sample to pH 8. After the sample volume was adjusted to 100 μl, it was reduced by DTT and alkylated by iodoacetamide as described above. The sample was then diluted with TBS to a final concentration of 2 m urea and digested with 2 μg of trypsin at 37 °C overnight. The resulting peptides were desalted using a 50-mg Sep-Pak C18 column (Waters) and dried under vacuum. The dried peptides were resuspended in 100 μl of 1% acetic acid and loaded to a tip column containing 10 μl of IMAC resins. After loading, the IMAC resin was washed twice with 10 μl of wash buffer containing 25% acetonitrile, 100 mm NaCl, and 0.1% acetic acid; then washed with 20 μl of water; finally eluted by 100 μl of 3% ammonium hydroxide; and dried under vacuum. A TSK gel Amide-80 column (2 mm × 15 cm, 5 μm; Tosoh, Grove City, OH) was used for the HILIC experiment. Three buffers were used for the gradient: buffer A, 90% acetonitrile and 0.005% TFA; buffer B, 0.005% TFA; and buffer C, 0.1% phosphoric acid and 0.005% TFA. Phosphopeptides eluted from IMAC were resuspended in 30 μl of 90% acetonitrile with 0.1% formic acid and then injected into the HILIC Amide-80 column via a 100-μl loop with a flow rate of 150 μl/min. One and a half-minute fractions from the HILIC were collected and dried under reduced pressure. The gradient used is shown in Fig. 1B (100% buffer A at time = 0 min, 11% buffer B at 5 min, 29% buffer B at 20 min, 95% buffer C at 45 min, 95% buffer C at 50 min, and finally 100% buffer A at 55 min). Experiments were performed using the 1100 QuadPump HPLC system (Agilent, Santa Clara, CA), the Ultimate 3000 autosampler (Dionex, Sunnyvale, CA), and the LTQ tandem mass spectrometer (Thermo Fischer Scientific, San Jose, CA). Each HILIC fraction was transferred to a silanized glass insert (National Scientific, Rockwood, TN), dried under reduced pressure, and then resuspended in 10 μl of 0.1% TFA. Four microliters were loaded using the autosampler via a 5-μl sample loop directly to an in-house packed 125-μm (inner diameter) × 20-cm microcapillary RP-HPLC column packed with 3-μm C18 resin (Magic beads; Michrom Bioresources, Auburn, CA). For RP-HPLC-MS/MS analysis, Buffer I consisted of 0.1% formic acid and 2% acetonitrile. Buffer II consisted of 0.1% formic acid and 80% acetonitrile. A 120-min gradient from 15 to 35% Buffer II was used. Xcalibur 2.2 software (Thermo Fischer Scientific) was used for the data acquisition, and the mass spectrometer was set to perform one full MS scan followed by six consecutive MS/MS scans according to the ion intensities detected in the full MS scan. The minimal threshold for the dependent scans was set to 6500 counts, and a dynamic exclusion list was used with the following settings: repeat count of 1, repeat duration of 2 s, exclusion list size of 150, exclusion duration of 60 s, and exclusion mass width of 0.2% relative to the reference mass. To search tandem mass spectra, a composite database was generated using both the yeast protein database (downloaded from Saccharomyces Genome Database on January 12, 2007) and its reverse protein database. The use of such decoy database allows an estimate of the false discovery rate (19Elias J.E. Gygi S.P. Target-decoy search strategy for increased confidence in large-scale protein identifications by mass spectrometry.Nat. Methods. 2007; 4: 207-214Crossref PubMed Scopus (2836) Google Scholar). Parameters for the search were: parent mass tolerance of 3.0 Da, +80.0-Da variable modification of STY due to phosphorylation, and a maximum of two modifications per peptide. For the use of SEQUEST (version 3.4 beta 2), a Sorcerer system (SageN, San Jose, CA) was used, and a semitryptic restriction was applied to the search. For the use of InsPecT (version July 12, 2007) (20Tanner S. Shu H. Frank A. Wang L.C. Zandi E. Mumby M. Pevzner P.A. Bafna V. InsPecT: identification of posttranslationally modified peptides from tandem mass spectra.Anal. Chem. 2005; 77: 4626-4639Crossref PubMed Scopus (502) Google Scholar), no tryptic restriction was used in the search. After the search, the raw results of SEQUEST and InsPecT were ranked according to their provided p value and filtered to a 1% false discovery rate as measured by hits to the decoy sequence. The identified phosphopeptides were then filtered to remove redundancy due to different charge states, oxidation, repeated identification, or any possible ambiguity in phosphorylation site assignment so that only the number of phosphopeptides with unique amino acid sequences was reported in Fig. 3. This provides a simple, although underestimated, measure of the number of phosphopeptides identified in this study. To measure confidence in the assignment of phosphorylation site localization, we implemented a metric similar to the Ascore introduced by Beausoleil et al. (21Beausoleil S.A. Villen J. Gerber S.A. Rush J. Gygi S.P. A probability-based approach for high-throughput protein phosphorylation analysis and site localization.Nat. Biotechnol. 2006; 24: 1285-1292Crossref PubMed Scopus (1212) Google Scholar) with minor changes. Binomial probabilities for observing peaks supporting a specific phosphate site localization over another were calculated similarly to the Ascore except that a single peak density was used as opposed to the multiple iterative peak densities in the Ascore. With this simplification, we computed a peptide score using the default peak density of InsPecT, 12 peaks per 100 m/z units. This resulted in slightly lower scores than in Ascore. The algorithm was applied to both InsPecT and SEQUEST results. This script, named PhosphateLocalization.py, is freely available as part of the InsPecT package. The objective was to develop a multidimensional liquid chromatography technology for global phosphorylation analysis. First, RP-HPLC is the standard tool to fractionate peptides immediately prior to their analysis by tandem MS. Any additional chromatography should provide a separation that is orthogonal to RP-HPLC. Second, for a sensitive detection of phosphopeptides, the use of such chromatography should avoid the use of any desalting step that may lead to sample loss. Third, for a rapid phosphoproteome analysis, manual operations should be minimized. Based on these considerations, a technology was developed for the purification, separation, and analysis of phosphopeptides using MS (see Fig. 1A). As shown in Fig. 1A, 6 mg of peptides derived from proteolyzed protein extract were applied to IMAC. One percent phosphoric acid was used to elute phosphopeptides. The eluted phosphopeptides were dried under vacuum, then resuspended in a buffer containing 90% acetonitrile and 0.1% formic acid, and loaded to a HILIC column. The phosphopeptides were then eluted from HILIC using an increasing concentration of aqueous buffers. The eluent from HILIC was dried under vacuum, resuspended in 0.1% TFA, and then loaded for RP-HPLC-MS/MS via an autosampler. TFA was found to be important for loading of phosphopeptides for RP-HPLC because it helps the binding of phosphopeptides to the C18 column. As shown in Fig. 1B, a dual gradient program was used for the separation of phosphopeptides by HILIC using volatile buffers without any salt. In the first region of separation (Fig. 1B, gray dashed line), a gradient of increasing concentration of water with a constant concentration of 0.005% TFA was used. In the second region of separation (Fig. 1B, red dashed line), a gradient of increasing concentration of phosphoric acid and water was introduced. The elution profiles of phosphorylated (IMAC-bound, dark blue line) and the unphosphorylated peptides (IMAC flow-through, light blue line) were examined. As shown in Fig. 1B, unphosphorylated peptides generally eluted earlier than the phosphorylated peptides, indicating that phosphopeptides bind more tightly to the HILIC column than do unphosphorylated peptides. The partial overlap of the phosphorylated and unphosphorylated peptides indicated that HILIC is not sufficient for phosphopeptide purification; instead the use of IMAC or other affinity methods for phosphopeptide purification is essential. After IMAC purification, a low level of unphosphorylated peptides was often found in the earlier HILIC fractions, which were no longer considered for later analysis (see Fig. 1B, asterisks). This UV profile of the phosphopeptides on the HILIC was reproducible from multiple experiments (results not shown). To see whether HILIC could provide a high resolution separation of phosphopeptides that is orthogonal to RP-HPLC, the phosphopeptides in HILIC fractions 14–16 were examined. As shown in Fig. 2A, numerous peptide ions are present throughout the RP-HPLC gradient for these fractions, underscoring the need for fractionation of phosphopeptides purified from proteolyzed cell lysate. Interestingly each HILIC fraction has a different elution profile on RP-HPLC, and peptides are present throughout the RP-HPLC gradient, indicating an orthogonal separation of phosphopeptides between HILIC and RP-HPLC. The phosphopeptides in HILIC fractions 14–16 were then identified using SEQUEST and analyzed for potential overlaps between the fractions. As shown in Fig. 2B, there is an approximate 20% overlap in the identified phosphopeptides between two adjacent HILIC fractions. Interestingly a small overlap (∼5%) was found between the non-neighboring HILIC fractions 14 and 16. Similar results were also observed for other HILIC fractions (not shown). These observations showed that HILIC provides a high resolution separation of phosphopeptides that is largely orthogonal to RP-HPLC. Next SEQUEST and InsPecT were used to identify phosphopeptides present in 20 HILIC fractions (see Fig. 3A) (20Tanner S. Shu H. Frank A. Wang L.C. Zandi E. Mumby M. Pevzner P.A. Bafna V. InsPecT: identification of posttranslationally modified peptides from tandem mass spectra.Anal. Chem. 2005; 77: 4626-4639Crossref PubMed Scopus (502) Google Scholar, 22Yates III, J.R. Eng J.K. McCormack A.L. Schieltz D. Method to correlate tandem mass spectra of modified peptides to amino acid sequences in the protein database.Anal. Chem. 1995; 67: 1426-1436Crossref PubMed Scopus (1110) Google Scholar). A decoy protein database of the budding yeast S. cerevisiae was included in the database search to evaluate the false discovery rate (19Elias J.E. Gygi S.P. Target-decoy search strategy for increased confidence in large-scale protein identifications by mass spectrometry.Nat. Methods. 2007; 4: 207-214Crossref PubMed Scopus (2836) Google Scholar). With a false discovery rate of 1%, a total of 8764 unique phosphopeptides (irrespective of their phosphorylation site assignment) from 2278 proteins were identified using both SEQUEST and InsPecT (see Fig. 3A). Although SEQUEST was able to identify 6419 unique phosphopeptides, InsPecT identified 7681 phosphopeptides from the same data set. Furthermore 5336 unique phosphopeptides were found by both InsPecT and SEQUEST (see Fig. 3B). Thus, SEQUEST and InsPecT are partially complementary for phosphopeptide identification. This is likely because the scoring mechanisms for SEQUEST and InsPecT are quite different (20Tanner S. Shu H. Frank A. Wang L.C. Zandi E. Mumby M. Pevzner P.A. Bafna V. InsPecT: identification of posttranslationally modified peptides from tandem mass spectra.Anal. Chem. 2005; 77: 4626-4639Crossref PubMed Scopus (502) Google Scholar). Of all the top matched phosphorylation sites found, serine phosphorylation was most common, and it constituted ∼83% of all phosphorylation found, whereas threonine phosphorylation accounted for the rest. Furthermore the number of doubly phosphorylated peptides was much fewer than singly phosphorylated peptides (756 versus 8008). This is likely because multiply phosphorylated peptides are harder to identify with high confidence using LTQ-MS because of its low mass resolution and the use of collision-induced dissociation. As commonly observed, tandem mass spectra of phosphopeptides obtained via collision-induced dissociation are often of lower quality due to the neutral loss of phosphoric acid, which compromises the assignment of the precise phosphorylation site within a peptide. Although the top matched phosphopeptides are reported in supplemental Tables 1 and 2, only the number of unique phosphopeptides regardless of the phosphorylation site assignment is summarized here (see Fig. 3, A and B). Despite being an underestimation, the large number of unique phosphopeptides identified here showed the potential of this multidimensional chromatography technology for large scale phosphoproteomics studies. A key question is how well phosphorylation of low abundance proteins was identified using this approach. To address this question, we chose to further examine phosphorylation of Rad9 and Mrc1, two low abundance proteins with estimated 400 and 721 copies per cell, respectively (23Ghaemmaghami S. Huh W.K. Bower K. Howson R.W. Belle A. Dephoure N. O'Shea E.K. Weissman J.S. Global analysis of protein expression in yeast.Nature. 2003; 425: 737-741Crossref PubMed Scopus (2995) Google Scholar). Rad9 and Mrc1 are two key adaptor proteins in the yeast DNA damage and replication checkpoints, and they are known to be phosphorylated in response to MMS treatment (24Emili A. MEC1-dependent phosphorylation of Rad9p in response to DNA damage.Mol. Cell. 1998; 2: 183-189Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (171) Google Scholar, 25Alcasabas A.A. Osborn A.J. Bachant J. Hu F. Werler P.J. Bousset K. Furuya K. Diffley J.F. Carr A.M. Elledge S.J. Mrc1 transduces signals of DNA replication stress to activate Rad53.Nat. Cell Biol. 2001; 3: 958-965Crossref PubMed Scopus (422) Google Scholar). However, their phosphorylation sites have not been mapped previously. To identify the most phosphopeptides of Rad9 and Mrc1 using MS, we purified each protein from 500 mg of protein extract derived from MMS-treated Rad9-TAF and Mrc1-TAF cells using a pulldown approach (17Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Schmidt K.H. Wei X.X. Kolodner R.D. Zhou H. Dynamic changes in protein-protein interaction and protein phosphorylation probed with amine-reactive isotope tag.Mol. Cell. Proteomics. 2005; 4: 1358-1369Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (63) Google Scholar). Phosphopeptides of purified Rad9 and Mrc1 were further purified using IMAC and identified (see supplemental Tables 3 and 4). After database search using SEQUEST and InsPecT as described under "Data Analysis Using SEQUEST and InsPecT," the identified phosphopeptides of Rad9 and Mrc1 were subjected to manual inspection. To this end, all the identified phosphopeptides of Rad9 and Mrc1 were required to be doubly tryptic, and all significant fragment ions in their MS/MS spectra should be correctly assigned. The results are summarized in Fig. 3C and supplemental Tables 3 and 4. Although the pulldown approach identified 38 phosphopeptides from Rad9, 19 of them were also identified by the HILIC method. This corresponds to ∼50% coverage of the phosphorylation of Rad9. Next the phosphopeptides of Rad9 identified here were compared with those identified using the SCX-based method (8Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Zhou H. Proteome-wide identification of in vivo targets of DNA damage checkpoint kinases.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007; 104: 10364-10369Crossref PubMed Scopus (334) Google Scholar). Despite that almost 8-fold more starting material (50 mg) was used previously (8Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Zhou H. Proteome-wide identification of in vivo targets of DNA damage checkpoint kinases.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007; 104: 10364-10369Crossref PubMed Scopus (334) Google Scholar), more phosphopeptides of Rad9 were found using the HILIC-based method. Similar results were obtained with Mrc1 (see Fig. 3D). Thus, this IMAC-HILIC-RP-HPLC-based technology is more sensitive, requires fewer manual efforts, and allows a higher coverage of the phosphorylation of low abundance Rad9 and Mrc1 in cells compared with our previous study (8Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Zhou H. Proteome-wide identification of in vivo targets of DNA damage checkpoint kinases.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007; 104: 10364-10369Crossref PubMed Scopus (334) Google Scholar). As shown previously, phosphorylation of SQ/TQ sites is a relatively rare event in cells (8Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Zhou H. Proteome-wide identification of in vivo targets of DNA damage checkpoint kinases.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007; 104: 10364-10369Crossref PubMed Scopus (334) Google Scholar). Mec1 and Tel1 are responsible for about 26% of the observed SQ/TQ phosphorylation in cells treated with MMS. In the present study, phosphorylated SQ/TQ sites were found in 355 proteins, which is ∼4 times the number of proteins identified by the SCX method (8Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Zhou H. Proteome-wide identification of in vivo targets of DNA damage checkpoint kinases.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007; 104: 10364-10369Crossref PubMed Scopus (334) Google Scholar) (see Fig. 4A and supplemental Table 4). Fig. 4B summarizes the known and potential targets of Mec1/Tel1 that are involved in the DNA damage checkpoint, DNA repair, and DNA replication. Several proteins that were known to undergo DNA damage-induced phosphorylation, including Slx4 (26Flott S. Rouse J. Slx4 becomes phosphorylated after DNA damage in a Mec1/Tel1-dependent manner and is required for repair of DNA alkylation damage.Biochem. J. 2005; 391: 325-333Crossref PubMed Scopus (44) Google Scholar), Rtt107 (27Roberts T.M. Kobor M.S. Bastin-Shanower S.A. Ii M. Horte S.A. Gin J.W. Emili A. Rine J. Brill S.J. Brown G.W. Slx4 regulates DNA damage checkpoint-dependent phosphorylation of the BRCT domain protein Rtt107/Esc4.Mol. Biol. Cell. 2006; 17: 539-548Crossref PubMed Scopus (73) Google Scholar), Mrc1 (25Alcasabas A.A. Osborn A.J. Bachant J. Hu F. Werler P.J. Bousset K. Furuya K. Diffley J.F. Carr A.M. Elledge S.J. Mrc1 transduces signals of DNA replication stress to activate Rad53.Nat. Cell Biol. 2001; 3: 958-965Crossref PubMed Scopus (422) Google Scholar), H2A (28Downs J.A. Lowndes N.F. Jackson S.P. A role for Saccharomyces cerevisiae histone H2A in DNA repair.Nature. 2000; 408: 1001-1004Crossref PubMed Scopus (537) Google Scholar), and others, were identified here (see Fig. 4B, colored in blue), most of them were not described previously (see Fig. 4B, colored in green). Further experiments are in progress to see whether they undergo Mec1- and/or Tel1-dependent phosphorylation in vivo. It should also be noted that additional targets of Mec1 and Tel1 are likely present in the database of SQ/TQ phosphorylated peptides (see supplemental Table 5). With the enormously complex phosphoproteome unveiled in several recent studies, a key objective of global phosphorylation analysis is to obtain an in-depth mapping of protein phosphorylation in cells. This is needed to identify and characterize many lower abundance and regulatory phosphorylation events in cells. To this end, a suitable multidimensional chromatography technology should be used to separate phosphopeptides into simpler samples for mass spectrometric analysis. Ideally such technology should be simple, automatable, and allow a sensitive detection of phosphopeptides. In this study, we described the development of a multidimensional chromatography method based on a combination of IMAC, HILIC, and RP-HPLC to purify and fractionate phosphopeptides. Several features of this technology are demonstrated. First, HILIC was found to be largely orthogonal to RP-HPLC for phosphopeptide separation. Little overlap of phosphopeptides was found between non-neighboring HILIC fractions. As a result, a higher coverage of the phosphoproteome was obtained compared with our previous study (8Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Zhou H. Proteome-wide identification of in vivo targets of DNA damage checkpoint kinases.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007; 104: 10364-10369Crossref PubMed Scopus (334) Google Scholar). During the reviewing of this manuscript, a recent report by McNulty and Annan (29McNulty D.E. Annan R.S. Hydrophilic interaction chromatography reduces the complexity of the phosphoproteome and improves global phosphopeptide isolation and detection.Mol. Cell. Proteomics. 2008; 7: 971-980Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (309) Google Scholar) showed that phosphopeptides bind to HILIC more tightly than do unphosphorylated peptides, and HILIC could be used to fractionate phosphopeptides; this is in agreement with our observation (see Fig. 1B). Second, a salt-free buffer system was developed for the use of HILIC to separate phosphopeptides. As a result, the only sample-handling step used here is sample drying and resuspension, which should not cause any sample loss. This is likely the main reason why more phosphopeptides were identified with less starting material compared with our previous study (8Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Zhou H. Proteome-wide identification of in vivo targets of DNA damage checkpoint kinases.Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007; 104: 10364-10369Crossref PubMed Scopus (334) Google Scholar). Third, because the elution buffer of HILIC contains organic solvent (acetonitrile), an off-line strategy must be used between HILIC and RP-HPLC. Following sample drying and resuspension, the use of an autosampler permits the analysis of many samples continuously without manual intervention. Finally this technology should be compatible with various stable isotope labeling methods for quantitative analysis of protein phosphorylation (17Smolka M.B. Albuquerque C.P. Chen S.H. Schmidt K.H. Wei X.X. Kolodner R.D. Zhou H. Dynamic changes in protein-protein interaction and protein phosphorylation probed with amine-reactive isotope tag.Mol. Cell. Proteomics. 2005; 4: 1358-1369Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (63) Google Scholar, 30Ong S.E. Blagoev B. Kratchmarova I. Kristensen D.B. Steen H. Pandey A. Mann M. Stable isotope labeling by amino acids in cell culture, SILAC, as a simple and accurate approach to expression proteomics.Mol. Cell. Proteomics. 2002; 1: 376-386Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (4577) Google Scholar, 31Ross P.L. Huang Y.N. Marchese J.N. Williamson B. Parker K. Hattan S. Khainovski N. Pillai S. Dey S. Daniels S. Purkayastha S. Juhasz P. Martin S. Bartlet-Jones M. He F. Jacobson A. Pappin D.J. Multiplexed protein quantitation in Saccharomyces cerevisiae using amine-reactive isobaric tagging reagents.Mol. Cell. Proteomics. 2004; 3: 1154-1169Abstract Full Text Full Text PDF PubMed Scopus (3687) Google Scholar). Comparison of the phosphopeptides of Rad9 and Mrc1 detected by this multidimensional chromatography technology and the conventional pulldown method showed that ∼50% of the phosphorylation of Rad9 and Mrc1 was obtained from ∼1% of the starting material used in the multidimensional chromatography technology. Compared with the SCX-based method, this HILIC-based technology appears to be more sensitive and allows a higher coverage of phosphoproteome and importantly greater ease of use. Furthermore this study allowed us to generate a more complete database of the SQ/TQ phosphorylation motifs that is expected to contain the potential substrates of Mec1 and Tel1. We suggest that many of these newly identified proteins, with SQ/TQ phosphorylation and known roles in DNA replication and repair, could be directly phosphorylated by Mec1 and/or Tel1. Recently it was reported that the use of hybrid instruments, which combine the high resolution of an FT-ICR detector with the high rate of MS/MS acquisition of a linear ion trap, could lead to a 3-fold increase in the number of identified phosphopeptides as compared with the LTQ-MS instrument used here (32Bakalarski C.E. Haas W. Dephoure N.E. Gygi S.P. The effects of mass accuracy, data acquisition speed, and search algorithm choice on peptide identification rates in phosphoproteomics.Anal. Bioanal. Chem. 2007; 389: 1409-1419Crossref PubMed Scopus (53) Google Scholar). By combining the multidimensional chromatography method described here with high mass resolution MS instruments, we anticipate that an even higher coverage of the phosphoproteome could be achieved. We thank Dr. Steven P. Gygi from Harvard Medical School for helpful suggestions on the automation in sample loading for MS and SageN for the use of the Sorcerer system for phosphopeptide identification using SEQUEST.

Understanding the role of DNA damage checkpoint kinases in the cellular response to genotoxic stress requires the knowledge of their substrates. Here, we report the use of quantitative phosphoproteomics to identify in vivo kinase substrates of the yeast DNA damage checkpoint kinases Mec1, Tel1, and Rad53 (orthologs of human ATR, ATM, and CHK2, respectively). By analyzing 2,689 phosphorylation sites in wild-type and various kinase-null cells, 62 phosphorylation sites from 55 proteins were found to be controlled by the DNA damage checkpoint. Examination of the dependency of each phosphorylation on Mec1 and Tel1 or Rad53, combined with sequence and biochemical analysis, revealed that many of the identified targets are likely direct substrates of these kinases. In addition to several known targets, 50 previously undescribed targets of the DNA damage checkpoint were identified, suggesting that a wide range of cellular processes is likely regulated by Mec1, Tel1, and Rad53.

Hexanucleotide repeat expansion in the C9orf72 gene is a leading cause of frontotemporal lobar degeneration (FTLD) with amyotrophic lateral sclerosis (ALS). Reduced expression of C9orf72 has been proposed as a possible disease mechanism. However, the cellular function of C9orf72 remains to be characterized. Here we report the identification of two binding partners of C9orf72: SMCR8 and WDR41. We show that WDR41 interacts with the C9orf72/SMCR8 heterodimer and WDR41 is tightly associated with the Golgi complex. We further demonstrate that C9orf72/SMCR8/WDR41 associates with the FIP200/Ulk1 complex, which is essential for autophagy initiation. C9orf72 deficient mice, generated using the CRISPR/Cas9 system, show severe inflammation in multiple organs, including lymph node, spleen and liver. Lymph node enlargement and severe splenomegaly are accompanied with macrophage infiltration. Increased levels of autophagy and lysosomal proteins and autophagy defects were detected in both the spleen and liver of C9orf72 deficient mice, supporting an in vivo role of C9orf72 in regulating the autophagy/lysosome pathway. In summary, our study elucidates potential physiological functions of C9orf72 and disease mechanisms of ALS/FTLD.

Abstract Aberrations in nuclear size and shape are commonly used to identify cancerous tissue. However, it remains unclear whether the disturbed nuclear structure directly contributes to the cancer pathology or is merely a consequence of other events occurring during tumorigenesis. Here, we show that highly invasive and proliferative breast cancer cells frequently exhibit Akt-driven lower expression of the nuclear envelope proteins lamin A/C, leading to increased nuclear deformability that permits enhanced cell migration through confined environments that mimic interstitial spaces encountered during metastasis. Importantly, increasing lamin A/C expression in highly invasive breast cancer cells reflected gene expression changes characteristic of human breast tumors with higher LMNA expression, and specifically affected pathways related to cell-ECM interactions, cell metabolism, and PI3K/Akt signaling. Further supporting an important role of lamins in breast cancer metastasis, analysis of lamin levels in human breast tumors revealed a significant association between lower lamin A levels, Akt signaling, and decreased disease-free survival. These findings suggest that downregulation of lamin A/C in breast cancer cells may influence both cellular physical properties and biochemical signaling to promote metastatic progression.

Ubiquitination is a posttranslational modification in eukaryotes that plays a significant role in the infection of intracellular microbial pathogens, such as Legionella pneumophila. While the Legionella-containing vacuole (LCV) is coated with ubiquitin (Ub), it avoids recognition by autophagy adaptors. Here, we report that the Sdc and Sde families of effectors work together to build ubiquitinated species around the LCV. The Sdc effectors catalyze canonical polyubiquitination directly on host targets or on phosphoribosyl-Ub conjugated to host targets by Sde. Remarkably, Ub moieties within poly-Ub chains are either modified with a phosphoribosyl group by PDE domain-containing effectors or covalently attached to other host substrates via Sde-mediated phosphoribosyl-ubiquitination. Furthermore, these modifications prevent the recognition by Ub adaptors and therefore exclude host autophagy adaptors from the LCV. In this work, we shed light on the nature of the poly-ubiquitinated species present at the surface of the LCV and provide a molecular mechanism for the avoidance of autophagy adaptors by the Ub-decorated LCV.

ABSTRACT The GTPase Rab1 is a master regulator of both the early secretory pathway and autophagy. Rab1 activation is controlled by its GEF (guanine nucleotide exchange factor), the multi-subunit TRAPPIII complex. The Trs85 regulatory subunit is critical for robust activation of Rab1 but its mechanistic role within the complex has remained unclear. Here we report the cryo-EM structure of the intact yeast TRAPPIII complex bound to its substrate Rab1/Ypt1. The orientation of the Rab1/Ypt1 hypervariable domain when bound to the complex leads to a model for how TRAPPIII associates with and activates Rab1/Ypt1 at the membrane surface. We identify a conserved amphipathic α-helix motif within Trs85 and demonstrate that this helix is required for stable membrane binding and Rab1/Ypt1 activation by TRAPPIII. Taken together, our results provide a comprehensive analysis of the structure and function of the yeast TRAPPIII complex and reveal that the key function of Trs85 is to serve as a membrane anchor, via its amphipathic helix, for the entire TRAPPIII complex.

ABSTRACT DNA damage response mechanisms have meiotic roles that ensure successful gamete formation. While completion of meiotic double-strand break (DSB) repair requires the canonical RAD9A-RAD1-HUS1 (9A-1-1) complex, mammalian meiocytes also express RAD9A and HUS1 paralogs, RAD9B and HUS1B, predicted to form alternative 9-1-1 complexes. The RAD1 subunit is shared by all predicted 9-1-1 complexes and localizes to meiotic chromosomes even in the absence of HUS1 and RAD9A. Here we report that testis-specific RAD1 disruption resulted in impaired DSB repair, germ cell depletion and infertility. Unlike Hus1 or Rad9a disruption, Rad1 loss also caused defects in homolog synapsis, ATR signaling and meiotic sex chromosome inactivation. Comprehensive testis phosphoproteomics revealed that RAD1 and ATR coordinately regulate numerous proteins involved in DSB repair, meiotic silencing, synaptonemal complex formation, and cohesion. Together, these results establish critical roles for both canonical and alternative 9-1-1 complexes in meiotic ATR activation and successful prophase I completion.

SUMMARY Inhibitors of the replication stress response kinase ATR are currently being explored in anti-cancer therapy. Acute ATR inhibition is known to impair the proper control of origin firing, DNA repair, and cell cycle, resulting in DNA breaks and mitotic catastrophe. Less is understood about the effects of clinically relevant regimes of ATR inhibition, which involve chronic and low doses of ATR inhibitors ( cATRi ) to cells. Here we report unexpected molecular effects of cATRi on replication dynamics. cATRi strongly reduces fork speed but has minimal effects on the accumulation of DNA breaks or cell survival. cATRi promotes extensive fork reversal and RAD51- and PARP-mediated fork slowing that correlate with the accumulation of DNA-RNA hybrids. Our work shows that fork reversal is a critical adaptive response ensuring cell survival during cATRi and that the manipulation of fork reversal causes hypersensitivity to cATRi , increasing the effectiveness of ATR inhibitors in anti-cancer therapies.

ABSTRACT Meiotic sex chromosome inactivation (MSCI) is a critical feature of meiotic prophase I progression in males. While the ATR kinase and its activator TOPBP1 are key drivers of MSCI within the specialized sex body (SB) domain of the nucleus, how they promote silencing remains unclear given their multifaceted meiotic functions that also include DNA repair, chromosome synapsis and SB formation. Here we report a novel mutant mouse harboring mutations in the TOPBP1-BRCT5 domain. Topbp1 B5/B5 males are infertile, with impaired MSCI despite displaying grossly normal events of early prophase I, including synapsis and SB formation. Specific ATR-dependent events are disrupted including phosphorylation and localization of the RNA:DNA helicase Senataxin. Topbp1 B5/B5 spermatocytes initiate, but cannot maintain ongoing, MSCI. These findings reveal a non-canonical role for the ATR-TOPBP1 signaling axis in MSCI dynamics at advanced stages in pachynema and establish the first mouse mutant that separates ATR signaling and MSCI from SB formation.

Abstract During mammalian meiosis, the ATR kinase plays crucial roles in the coordination of DNA repair, meiotic sex chromosome inactivation and checkpoint signaling. Despite the importance of ATR in meiosis, the meiotic ATR signaling network remains largely unknown. Here we defined ATR signaling during prophase I in mice. Quantitative analysis of phosphoproteomes obtained after genetic ablation of the ATR-activating 9-1-1 complex or chemical inhibition of ATR revealed over 12,000 phosphorylation sites, of which 863 phosphorylation sites were dependent on both 9-1-1 and ATR. ATR and 9-1-1-dependent signaling was enriched for S/T-Q and S/T-X-X-K motifs and included proteins involved in DNA damage signaling, DNA repair, and piRNA and mRNA metabolism. We find that ATR targets the RNA processing factors SETX and RANBP3 and regulate their localization to the sex body. Overall, our analysis establishes a comprehensive map of ATR signaling in spermatocytes and highlights potential meiotic-specific actions of ATR during prophase I.