We propose a new type of scanning fluorescence microscope capable of resolving 35 nm in the far field. We overcome the diffraction resolution limit by employing stimulated emission to inhibit the fluorescence process in the outer regions of the excitation point-spread function. In contrast to near-field scanning optical microscopy, this method can produce three-dimensional images of translucent specimens.

The diffraction barrier responsible for a finite focal spot size and limited resolution in far-field fluorescence microscopy has been fundamentally broken. This is accomplished by quenching excited organic molecules at the rim of the focal spot through stimulated emission. Along the optic axis, the spot size was reduced by up to 6 times beyond the diffraction barrier. The simultaneous 2-fold improvement in the radial direction rendered a nearly spherical fluorescence spot with a diameter of 90–110 nm. The spot volume of down to 0.67 attoliters is 18 times smaller than that of confocal microscopy, thus making our results also relevant to three-dimensional photochemistry and single molecule spectroscopy. Images of live cells reveal greater details.

Cholesterol-mediated lipid interactions are thought to have a functional role in many membrane-associated processes such as signalling events. Although several experiments indicate their existence, lipid nanodomains ('rafts') remain controversial owing to the lack of suitable detection techniques in living cells. The controversy is reflected in their putative size of 5-200 nm, spanning the range between the extent of a protein complex and the resolution limit of optical microscopy. Here we demonstrate the ability of stimulated emission depletion (STED) far-field fluorescence nanoscopy to detect single diffusing (lipid) molecules in nanosized areas in the plasma membrane of living cells. Tuning of the probed area to spot sizes approximately 70-fold below the diffraction barrier reveals that unlike phosphoglycerolipids, sphingolipids and glycosylphosphatidylinositol-anchored proteins are transiently ( approximately 10-20 ms) trapped in cholesterol-mediated molecular complexes dwelling within <20-nm diameter areas. The non-invasive optical recording of molecular time traces and fluctuation data in tunable nanoscale domains is a powerful new approach to study the dynamics of biomolecules in living cells.

Until not very long ago, it was widely accepted that lens-based (far-field) optical microscopes cannot visualize details much finer than about half the wavelength of light. The advent of viable physical concepts for overcoming the limiting role of diffraction in the early 1990s set off a quest that has led to readily applicable and widely accessible fluorescence microscopes with nanoscale spatial resolution. Here I discuss the principles of these methods together with their differences in implementation and operation. Finally, I outline potential developments.

Superresolution imaging in sharper focus An optical microscope cannot distinguish objects separated by less than half the wavelength of light. Superresolution techniques have broken this “diffraction limit” and provided exciting new insights into cell biology. Still, such techniques hit a limit at a resolution of about 10 nm. Balzarotti et al. describe another way of localizing single molecules called MINFLUX (see the Perspective by Xiao and Ha). As in photoactivated localization microscopy and stochastic optical reconstruction microscopy, fluorophores are stochastically switched on and off, but the emitter is located using an excitation beam that is doughnut-shaped, as in stimulated emission depletion. Finding the point where emission is minimal reduces the number of photons needed to localize an emitter. MINFLUX attained ∼1-nanometer precision, and, in single-particle tracking, achieved a 100-fold enhancement in temporal resolution. Science , this issue p. 606 ; see also p. 582

Fluorescence microscopy is indispensable in many areas of science, but until recently, diffraction has limited the resolution of its lens-based variant. The diffraction barrier has been broken by a saturated depletion of the marker's fluorescent state by stimulated emission, but this approach requires picosecond laser pulses of GW/cm 2 intensity. Here, we demonstrate the surpassing of the diffraction barrier in fluorescence microscopy with illumination intensities that are eight orders of magnitude smaller. The subdiffraction resolution results from reversible photoswitching of a marker protein between a fluorescence-activated and a nonactivated state, whereby one of the transitions is accomplished by means of a spatial intensity distribution featuring a zero. After characterizing the switching kinetics of the used marker protein asFP595, we demonstrate the current capability of this RESOLFT (reversible saturable optical fluorescence transitions) type of concept to resolve 50–100 nm in the focal plane. The observed resolution is limited only by the photokinetics of the protein and the perfection of the zero. Our results underscore the potential to finally achieve molecular resolution in fluorescence microscopy by technical optimization.

Far-red fluorogenic probes for live-cell imaging of either actin or tubulin are described and used for super-resolution microscopy of various structures in a variety of cell types. We introduce far-red, fluorogenic probes that combine minimal cytotoxicity with excellent brightness and photostability for fluorescence imaging of actin and tubulin in living cells. Applied in stimulated emission depletion (STED) microscopy, they reveal the ninefold symmetry of the centrosome and the spatial organization of actin in the axon of cultured rat neurons with a resolution unprecedented for imaging cytoskeletal structures in living cells.

We overcame the resolution limit of scanning far-field fluorescence microscopy by disabling the fluorescence from the outer part of the focal spot. Whereas a near-UV pulse generates a diffraction-limited distribution of excited molecules, a spatially offset pulse quenches the excited molecules from the outer part of the focus through stimulated emission. This results in a subdiffraction-sized effective point-spread function. For a 1.4 aperture and a 388-nm excitation wavelength spatial resolution is increased from 150 +/- 8 nm to 106 +/- 8 nm with a single offset beam. Superior lateral resolution is demonstrated by separation of adjacent Pyridine 2 nanocrystals that are otherwise indiscernible.

Because they have spin states that can be optically polarized and detected, fluorescent nitrogen vacancies in diamond1,2,3 have considerable potential for applications in quantum cryptography4,5 and computation6,7,8, as well as for nanoscale magnetic imaging9,10 and biolabelling11,12. However, their optical detection and control are hampered by the diffraction resolution barrier of far-field optics. Here, we show that stimulated emission depletion (STED) microscopy13,14 is capable of imaging nitrogen-vacancy centres with nanoscale resolution and Ångström precision using focused light. The far-field optical control of the population of their excited state at the nanoscale expands the versatility of these centres and demonstrates the suitability of STED microscopy to image dense colour centres in crystals. Nitrogen-vacancy defects show great potential as tags for far-field optical nanoscopy15 because they exhibit nearly ideal STED without bleaching. Measured point-spread functions of 5.8 nm in width demonstrate an all-physics-based far-field optical resolving power exceeding the wavelength of light by two orders of magnitude. Based on a far-field fluorescence-based optical super-resolution scheme – stimulated emission depletion microscopy – scientists resolve densely packed individual fluorescent colour centres inside crystals with a far-field spatial resolution of 5.8 nm without photobleaching. The approach will support future studies of solid-state single-photon sources and quantum optics.