Abstract During the COVID-19 pandemic, SARS-CoV-2 surveillance efforts integrated genome sequencing of clinical samples to identify emergent viral variants and to support rapid experimental examination of genome-informed vaccine and therapeutic designs. Given the broad range of methods applied to generate new viral genomes, it is critical that consensus and variant calling tools yield consistent results across disparate pipelines. Here we examine the impact of sequencing technologies (Illumina and Oxford Nanopore) and 7 different downstream bioinformatic protocols on SARS-CoV-2 variant calling as part of the NIH Accelerating COVID-19 Therapeutic Interventions and Vaccines (ACTIV) Tracking Resistance and Coronavirus Evolution (TRACE) initiative, a public-private partnership established to address the COVID-19 outbreak. Our results indicate that bioinformatic workflows can yield consensus genomes with different single nucleotide polymorphisms, insertions, and/or deletions even when using the same raw sequence input datasets. We introduce the use of a specific suite of parameters and protocols that greatly improves the agreement among pipelines developed by diverse organizations. Such consistency among bioinformatic pipelines is fundamental to SARS-CoV-2 and future pathogen surveillance efforts. The application of analysis standards is necessary to more accurately document phylogenomic trends and support data-driven public health responses.

The function of the SARS-CoV-2 accessory protein p6, encoded by ORF6, is not fully known. Based upon its similarity to p6 from SARS-CoV, it may play a similar role, namely as an antagonist of type I interferon (IFN) signaling. Here we report the sequencing of a SARS-CoV-2 strain passaged six times after original isolation from a clinical patient in Hong Kong. The genome sequence shows a 27 nt in-frame deletion (Δ27,264-27,290) within ORF6, predicted to result in a 9 aa deletion ( ΔFKVSIWNLD ) from the central portion of p6. This deletion is predicted to result in a dramatic alteration in the three-dimensional structure of the resultant protein (p6 Δ22-30 ), possibly with significant functional implications. Analysis of the original clinical sample indicates that the deletion was not present, while sequencing of subsequent passages of the strain identifies the deletion as a majority variant. This suggests that the deletion originated ab initio during passaging and subsequently propagated into the majority, possibly due to the removal of selective pressure through the IFN-deficient Vero E6 cell line. The specific function of the SARS-CoV-2 p6 N-terminus, if any, has not yet been determined. However, this deletion is predicted to cause a shift from N-endo to N-ecto in the transmembrane localization of the SARS-CoV-2 p6 Δ22-30 N-terminus, possibly leading to the ablation of its native function.

There is a critical need to understand the effectiveness of serum elicited by different SARS-CoV-2 vaccines against SARS-CoV-2 variants. We describe the generation of reference reagents comprised of post-vaccination sera from recipients of different primary vaccines with or without different vaccine booster regimens in order to allow standardized characterization of SARS-CoV-2 neutralization in vitro. We prepared and pooled serum obtained from donors who received a either primary vaccine series alone, or a vaccination strategy that included primary and boosted immunization using available SARS-CoV-2 mRNA vaccines (BNT162b2, Pfizer and mRNA-1273, Moderna), replication-incompetent adenovirus type 26 vaccine (Ad26.COV2·S, Johnson and Johnson), or recombinant baculovirus-expressed spike protein in a nanoparticle vaccine plus Matrix-M adjuvant (NVX-CoV2373, Novavax). No subjects had a history of clinical SARS-CoV-2 infection, and sera were screened with confirmation that there were no nucleocapsid antibodies detected to suggest natural infection. Twice frozen sera were aliquoted, and serum antibodies were characterized for SARS-CoV-2 spike protein binding (estimated WHO antibody binding units/ml), spike protein competition for ACE-2 binding, and SARS-CoV-2 spike protein pseudotyped lentivirus transduction. These reagents are available for distribution to the research community (BEI Resources), and should allow the direct comparison of antibody neutralization results between different laboratories. Further, these sera are an important tool to evaluate the functional neutralization activity of vaccine-induced antibodies against emerging SARS-CoV-2 variants of concern. The explosion of COVID-19 demonstrated how novel coronaviruses can rapidly spread and evolve following introduction into human hosts. The extent of vaccine- and infection-induced protection against infection and disease severity is reduced over time due to the fall in concentration, and due to emerging variants that have altered antibody binding regions on the viral envelope spike protein. Here, we pooled sera obtained from individuals who were immunized with different SARS-CoV-2 vaccines and who did not have clinical or serologic evidence of prior infection. The sera pools were characterized for direct spike protein binding, blockade of virus-receptor binding, and neutralization of spike protein pseudotyped lentiviruses. These sera pools were aliquoted and are available to allow inter-laboratory comparison of results and to provide a tool to determine the effectiveness of prior vaccines in recognizing and neutralizing emerging variants of concern.