Abstract Breastfeeding profoundly shapes the infant gut microbiota, which is critical for early life immune development, and the gut microbiota can impact host physiology in various ways, such as through the production of metabolites. However, few breastmilk-dependent microbial metabolites mediating host–microbiota interactions are currently known. Here, we demonstrate that breastmilk-promoted Bifidobacterium species convert aromatic amino acids (tryptophan, phenylalanine and tyrosine) into their respective aromatic lactic acids (indolelactic acid, phenyllactic acid and 4-hydroxyphenyllactic acid) via a previously unrecognized aromatic lactate dehydrogenase (ALDH). The ability of Bifidobacterium species to convert aromatic amino acids to their lactic acid derivatives was confirmed using monocolonized mice. Longitudinal profiling of the faecal microbiota composition and metabolome of Danish infants ( n = 25), from birth until 6 months of age, showed that faecal concentrations of aromatic lactic acids are correlated positively with the abundance of human milk oligosaccharide-degrading Bifidobacterium species containing the ALDH, including Bifidobacterium longum , B. breve and B. bifidum . We further demonstrate that faecal concentrations of Bifidobacterium -derived indolelactic acid are associated with the capacity of these samples to activate in vitro the aryl hydrocarbon receptor (AhR), a receptor important for controlling intestinal homoeostasis and immune responses. Finally, we show that indolelactic acid modulates ex vivo immune responses of human CD4 + T cells and monocytes in a dose-dependent manner by acting as an agonist of both the AhR and hydroxycarboxylic acid receptor 3 (HCA 3 ). Our findings reveal that breastmilk-promoted Bifidobacterium species produce aromatic lactic acids in the gut of infants and suggest that these microbial metabolites may impact immune function in early life.

ABSTRACT Breastfeeding profoundly shapes the infant gut microbiota, which is critical for early life immune development. However, few breastmilk-dependent microbial metabolites mediating host-microbiota interactions are currently known. We here demonstrate that breastmilk-promoted Bifidobacterium species convert aromatic amino acids (tryptophan, phenylalanine and tyrosine) into their respective aromatic lactic acids (indolelactate, phenyllactate and 4-hydroxyphenyllactate) via a previously unrecognised aromatic lactate dehydrogenase. By longitudinal profiling of the gut microbiota composition and metabolome of stool samples of infants obtained from birth until 6 months of age, we show that stool concentrations of aromatic lactic acids are determined by the abundance of human milk oligosaccharide degrading Bifidobacterium species containing the aromatic lactate dehydrogenase. We demonstrate that stool concentrations of Bifidobacterium -derived indolelactate, the most abundant aromatic lactic acid in vivo , are associated with the capacity of infant stool samples to activate the aryl hydrocarbon receptor (AhR), a receptor important for controlling intestinal homeostasis and immune responses. Finally, we show that indolelactate modulates ex vivo immune responses of human CD4+ T-cells and monocytes in a dose-dependent manner by acting as an agonist of both, the AhR and hydroxycarboxylic acid receptor 3 (HCAR3). Our findings reveal that breastmilk-promoted Bifidobacterium produce aromatic lactic acids in the gut of infants and suggest that these microbial metabolites may impact immune function in early life.

Abstract Tryptophan is catabolized by gut microorganisms resulting in a wide range of metabolites implicated in both beneficial and adverse host effects. How gut microbial tryptophan metabolism is directed towards indole, associated with chronic kidney disease, or towards protective indolelactic acid (ILA) and indolepropionic acid (IPA) is unclear. Here we used in vitro culturing and animal experiments to assess gut microbial competition for tryptophan and the resulting metabolites in a controlled three-species defined community and in complex undefined human faecal communities. The generation of specific tryptophan-derived metabolites was not predominantly determined by the abundance of tryptophan-metabolizing bacteria, but rather by substrate-dependent regulation of specific metabolic pathways. Indole-producing Escherichia coli and ILA- and IPA-producing Clostridium sporogenes competed for tryptophan within the three-species community in vitro and in vivo. Importantly, fibre-degrading Bacteroides thetaiotaomicron affected this competition by cross-feeding monosaccharides to E. coli . This inhibited indole production through catabolite repression, thus making more tryptophan available to C. sporogenes , resulting in increased ILA and IPA production. The fibre-dependent reduction in indole was confirmed using human faecal cultures and faecal-microbiota-transplanted gnotobiotic mice. Our findings explain why consumption of fermentable fibres suppresses indole production but promotes the generation of other tryptophan metabolites associated with health benefits.

Abstract The human gut microbiome is highly personal. However, the contribution of the gut environment to variations in the gut microbiome remains elusive. Here, we profiled the gut microbiome composition and metabolism over 9 consecutive days in 61 healthy adults and assessed gut environmental factors including segmental transit time and pH using a wireless motility capsule. Day-to-day fluctuations in gut environmental factors as well as segmental transit time and pH varied substantially between individuals. The gut environment explained more variations in gut microbiome and urine metabolome than dietary macronutrients or personal characteristics. Finally, we identified coffee-derived metabolites to be negatively correlated with small intestinal transit time and several microbial metabolites to be associated with colonic transit time including urinary proteolytic markers, faecal short-chain fatty acids, and breath methane. Our work suggests that the gut environment is key for understanding the individuality of the human gut microbiome composition and metabolism.

Abstract The gut microbiome is a significant factor in the pathophysiology of ulcerative colitis (UC), prompting investigations into the use of probiotic therapies to counter gastrointestinal inflammation. However, while much attention has been given to the therapeutic potential of microbes at the species and strain level, the discovery and application of their metabolic products may offer more precise and controlled solutions in battling disease. In this work, we examined the therapeutic potential of indole lactic acid (ILA) to alleviate inflammation in a murine model of colitis. A previously constructed ILA-producing Escherichia coli Nissle 1917 strain (EcN aldh ) and its isogenic non-ILA producing counterpart (EcN) were studied in a murine model of Dextran Sodium Sulfate (DSS) induced colitis. The colitic animals suffered from severe colitic symptoms, with no differentiation between the groups in body weight loss and disease activity index. However, three days after cessation of DSS treatment the EcN aldh –treated mice showed signs of reduced intestinal inflammation, as manifested by lower concentrations of fecal lipocalin-2. Additionally, expression analysis of the inflamed tissue revealed distinct effects of the EcN aldh strain on proteins associated with intestinal health, such as TFF3, occludin and IL-1β expression. These results show no impact of EcN or EcN aldh on acute DSS-induced colitis, but suggest that in particular EcN aldh may assist recovery from intestinal inflammation.

Abstract Tryptophan is catabolized by gut microbes, resulting in a wide range of metabolites implicated in both beneficial and adverse host effects. However, it remains elusive how the gut microbial tryptophan metabolism is governed either towards indole, associated with adverse effects in chronic kidney disease, or towards indolelactic acid (ILA) and indolepropionic acid (IPA), associated with protective effects in type 2 diabetes and inflammatory bowel disease. Here, we used human fecal cultures in combination with a controlled three-species model to test competition for tryptophan, and measured the resulting metabolites both in vitro and in gnotobiotic mice colonized with the three species. We revealed that the generation of specific tryptophan-derived metabolites was not predominantly determined by the abundance of tryptophan metabolizing bacteria, but rather by substrate-dependent regulation of specific metabolic pathways. In vitro and in vivo , indole-producing Escherichia coli and ILA- and IPA-producing Clostridium sporogenes competed for tryptophan. Importantly, the fibre degrading Bacteroides thetaiotaomicron affected this competition by cross-feeding monosaccharides to E. coli , which inhibited indole production through catabolite repression, and thereby made more tryptophan available to C. sporogenes , increasing ILA and IPA production. We thus present the first mechanistic explanation for why consumption of fermentable fibres suppress indole production but promote the generation of other tryptophan metabolites associated with health benefits. We conclude that the availability of tryptophan and dietary fibre regulates gut microbiome tryptophan metabolism pathways, and consequently influences the balance between the different tryptophan catabolites generated. This balance has implications for host-microbial cross-talk affecting human health.

Abstract MicrobeMASST, a taxonomically-informed mass spectrometry (MS) search tool, tackles limited microbial metabolite annotation in untargeted metabolomics experiments. Leveraging a curated database of >60,000 microbial monocultures, users can search known and unknown MS/MS spectra and link them to their respective microbial producers via MS/MS fragmentation patterns. Identification of microbial-derived metabolites and relative producers, without a priori knowledge, will vastly enhance the understanding of microorganisms’ role in ecology and human health.