New variants of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) continue to arise and prolong the coronavirus disease 2019 (COVID-19) pandemic. Here, we used a cell-free expression workflow to rapidly screen and optimize constructs containing multiple computationally designed miniprotein inhibitors of SARS-CoV-2. We found the broadest efficacy was achieved with a homotrimeric version of the 75-residue angiotensin-converting enzyme 2 (ACE2) mimic AHB2 (TRI2-2) designed to geometrically match the trimeric spike architecture. Consistent with the design model, in the cryo-electron microscopy structure TRI2-2 forms a tripod at the apex of the spike protein that engaged all three receptor binding domains simultaneously. TRI2-2 neutralized Omicron (B.1.1.529), Delta (B.1.617.2), and all other variants tested with greater potency than the monoclonal antibodies used clinically for the treatment of COVID-19. TRI2-2 also conferred prophylactic and therapeutic protection against SARS-CoV-2 challenge when administered intranasally in mice. Designed miniprotein receptor mimics geometrically arrayed to match pathogen receptor binding sites could be a widely applicable antiviral therapeutic strategy with advantages over antibodies in greater resistance to viral escape and antigenic drift, and advantages over native receptor traps in lower chances of autoimmune responses.

Abstract Antibody discovery is bottlenecked by the individual expression and evaluation of antigen-specific hits. Here, we address this gap by developing an automated workflow combining cell-free DNA template generation, protein synthesis, and high-throughput binding measurements of antibody fragments in a process that takes hours rather than weeks. We apply this workflow to 119 published SARS-CoV-2 neutralizing antibodies and demonstrate rapid identification of the most potent antibody candidates.

Escape variants of SARS-CoV-2 are threatening to prolong the COVID-19 pandemic. To address this challenge, we developed multivalent protein-based minibinders as potential prophylactic and therapeutic agents. Homotrimers of single minibinders and fusions of three distinct minibinders were designed to geometrically match the SARS-CoV-2 spike (S) trimer architecture and were optimized by cell-free expression and found to exhibit virtually no measurable dissociation upon binding. Cryo-electron microscopy (cryoEM) showed that these trivalent minibinders engage all three receptor binding domains on a single S trimer. The top candidates neutralize SARS-CoV-2 variants of concern with IC 50 values in the low pM range, resist viral escape, and provide protection in highly vulnerable human ACE2-expressing transgenic mice, both prophylactically and therapeutically. Our integrated workflow promises to accelerate the design of mutationally resilient therapeutics for pandemic preparedness.We designed, developed, and characterized potent, trivalent miniprotein binders that provide prophylactic and therapeutic protection against emerging SARS-CoV-2 variants of concern.

Abstract Enzymes that proceed through multistep reaction mechanisms often utilize complex, polar active sites positioned with sub-angstrom precision to mediate distinct chemical steps, which makes their de novo construction extremely challenging. We sought to overcome this challenge using the classic catalytic triad and oxyanion hole of serine hydrolases as a model system. We used RFdiffusion 1 to generate proteins housing catalytic sites of increasing complexity and varying geometry, and a newly developed ensemble generation method called ChemNet to assess active site geometry and preorganization at each step of the reaction. Experimental characterization revealed novel serine hydrolases that catalyze ester hydrolysis with catalytic efficiencies ( k cat / K m ) up to 3.8 × 10 3 M -1 s -1 , closely match the design models (Cα RMSDs < 1 Å), and have folds distinct from natural serine hydrolases. In silico selection of designs based on active site preorganization across the reaction coordinate considerably increased success rates, enabling identification of new catalysts in screens of as few as 20 designs. Our de novo buildup approach provides insight into the geometric determinants of catalysis that complements what can be obtained from structural and mutational studies of native enzymes (in which catalytic group geometry and active site makeup cannot be so systematically varied), and provides a roadmap for the design of industrially relevant serine hydrolases and, more generally, for designing complex enzymes that catalyze multi-step transformations.