Most genetic variants that contribute to disease1 are challenging to correct efficiently and without excess byproducts2–5. Here we describe prime editing, a versatile and precise genome editing method that directly writes new genetic information into a specified DNA site using a catalytically impaired Cas9 endonuclease fused to an engineered reverse transcriptase, programmed with a prime editing guide RNA (pegRNA) that both specifies the target site and encodes the desired edit. We performed more than 175 edits in human cells, including targeted insertions, deletions, and all 12 types of point mutation, without requiring double-strand breaks or donor DNA templates. We used prime editing in human cells to correct, efficiently and with few byproducts, the primary genetic causes of sickle cell disease (requiring a transversion in HBB) and Tay–Sachs disease (requiring a deletion in HEXA); to install a protective transversion in PRNP; and to insert various tags and epitopes precisely into target loci. Four human cell lines and primary post-mitotic mouse cortical neurons support prime editing with varying efficiencies. Prime editing shows higher or similar efficiency and fewer byproducts than homology-directed repair, has complementary strengths and weaknesses compared to base editing, and induces much lower off-target editing than Cas9 nuclease at known Cas9 off-target sites. Prime editing substantially expands the scope and capabilities of genome editing, and in principle could correct up to 89% of known genetic variants associated with human diseases. A new DNA-editing technique called prime editing offers improved versatility and efficiency with reduced byproducts compared with existing techniques, and shows potential for correcting disease-associated mutations.

Prime editors, which are CRISPR–Cas9 nickase (H840A)–reverse transcriptase fusions programmed with prime editing guide RNAs (pegRNAs), can edit bases in mammalian cells without donor DNA or double-strand breaks. We adapted prime editors for use in plants through codon, promoter, and editing-condition optimization. The resulting suite of plant prime editors enable point mutations, insertions and deletions in rice and wheat protoplasts. Regenerated prime-edited rice plants were obtained at frequencies of up to 21.8%. Prime editors are optimized for use in plants.

The ability to visualize directly a large number of distinct molecular species inside cells is increasingly essential for understanding complex systems and processes. Even though existing methods have successfully been used to explore structure-function relationships in nervous systems, to profile RNA in situ, to reveal the heterogeneity of tumour microenvironments and to study dynamic macromolecular assembly, it remains challenging to image many species with high selectivity and sensitivity under biological conditions. For instance, fluorescence microscopy faces a 'colour barrier', owing to the intrinsically broad (about 1,500 inverse centimetres) and featureless nature of fluorescence spectra that limits the number of resolvable colours to two to five (or seven to nine if using complicated instrumentation and analysis). Spontaneous Raman microscopy probes vibrational transitions with much narrower resonances (peak width of about 10 inverse centimetres) and so does not suffer from this problem, but weak signals make many bio-imaging applications impossible. Although surface-enhanced Raman scattering offers high sensitivity and multiplicity, it cannot be readily used to image specific molecular targets quantitatively inside live cells. Here we use stimulated Raman scattering under electronic pre-resonance conditions to image target molecules inside living cells with very high vibrational selectivity and sensitivity (down to 250 nanomolar with a time constant of 1 millisecond). We create a palette of triple-bond-conjugated near-infrared dyes that each displays a single peak in the cell-silent Raman spectral window; when combined with available fluorescent probes, this palette provides 24 resolvable colours, with the potential for further expansion. Proof-of-principle experiments on neuronal co-cultures and brain tissues reveal cell-type-dependent heterogeneities in DNA and protein metabolism under physiological and pathological conditions, underscoring the potential of this 24-colour (super-multiplex) optical imaging approach for elucidating intricate interactions in complex biological systems.

Prime editing enables the installation of virtually any combination of point mutations, small insertions or small deletions in the DNA of living cells. A prime editing guide RNA (pegRNA) directs the prime editor protein to the targeted locus and also encodes the desired edit. Here we show that degradation of the 3′ region of the pegRNA that contains the reverse transcriptase template and the primer binding site can poison the activity of prime editing systems, impeding editing efficiency. We incorporated structured RNA motifs to the 3′ terminus of pegRNAs that enhance their stability and prevent degradation of the 3′ extension. The resulting engineered pegRNAs (epegRNAs) improve prime editing efficiency 3–4-fold in HeLa, U2OS and K562 cells and in primary human fibroblasts without increasing off-target editing activity. We optimized the choice of 3′ structural motif and developed pegLIT, a computational tool to identify non-interfering nucleotide linkers between pegRNAs and 3′ motifs. Finally, we showed that epegRNAs enhance the efficiency of the installation or correction of disease-relevant mutations. Stabilizing pegRNAs with 3′ RNA structures increases prime editing efficiency.

The targeted deletion, replacement, integration or inversion of genomic sequences could be used to study or treat human genetic diseases, but existing methods typically require double-strand DNA breaks (DSBs) that lead to undesired consequences, including uncontrolled indel mixtures and chromosomal abnormalities. Here we describe twin prime editing (twinPE), a DSB-independent method that uses a prime editor protein and two prime editing guide RNAs (pegRNAs) for the programmable replacement or excision of DNA sequences at endogenous human genomic sites. The two pegRNAs template the synthesis of complementary DNA flaps on opposing strands of genomic DNA, which replace the endogenous DNA sequence between the prime-editor-induced nick sites. When combined with a site-specific serine recombinase, twinPE enabled targeted integration of gene-sized DNA plasmids (>5,000 bp) and targeted sequence inversions of 40 kb in human cells. TwinPE expands the capabilities of precision gene editing and might synergize with other tools for the correction or complementation of large or complex human pathogenic alleles. Prime editing of large DNA sequences is achieved with two pegRNAs and site-specific recombinases.

Abstract Prime editing (PE) is a versatile genome editing technology, but design of the required guide RNAs is more complex than for standard CRISPR-based nucleases or base editors. Here we describe PrimeDesign, a user-friendly, end-to-end web application and command-line tool for the design of PE experiments. PrimeDesign can be used for single and combination editing applications, as well as genome-wide and saturation mutagenesis screens. Using PrimeDesign, we also constructed PrimeVar, the first comprehensive and searchable database for prime editing guide RNA (pegRNA) and nicking sgRNA (ngRNA) combinations to install or correct >68,500 pathogenic human genetic variants from the ClinVar database.

Summary The targeted deletion, replacement, integration, or inversion of DNA sequences at specified locations in the genome could be used to study or treat many human genetic diseases. Here, we describe twin prime editing (twinPE), a method for the programmable replacement or excision of DNA sequence at endogenous human genomic sites without requiring double-strand DNA breaks. TwinPE uses a prime editor (PE) protein and two prime editing guide RNAs (pegRNAs) that template the synthesis of complementary DNA flaps on opposing strands of genomic DNA, resulting in the replacement of endogenous DNA sequence between the PE-induced nick sites with pegRNA-encoded sequences. We show that twinPE in human cells can perform precise deletions of at least 780 bp and precise replacements of genomic DNA sequence with new sequences of at least 108 bp. By combining single or multiplexed twinPE with site-specific serine recombinases either in separate steps or in a single step, we demonstrate targeted integration of gene-sized DNA plasmids (>5,000 bp) into safe-harbor loci including AAVS1 , CCR5, and ALB in human cells. To our knowledge, these results represent the first RNA-programmable insertion of gene-sized DNA sequences into targeted genomic sites of unmodified human cells without requiring double-strand breaks or homology-directed repair. Twin PE combined with recombinases also mediated a 40,167-bp inversion at IDS that corrects a common Hunter syndrome allele. TwinPE expands the capabilities of precision gene editing without requiring double-strand DNA breaks and synergizes with other tools to enable the correction or complementation of large or complex pathogenic alleles in human cells.

ABSTRACT Cellular barcodes offer critical tools for tracking cellular identity in biological systems. Although genetically encoded fluorescent barcodes are ideal for real-time tracking, their scalability is constrained by the broad, overlapping emission spectra characteristic of fluorescent proteins (FPs). Here, we describe a palette of genetically encoded fluorescent barcodes called FRAME-tags, which break this scalability barrier by encoding barcode identity as unique FP expression ratios. FRAME-tags use −1 programmed ribosomal frameshifting RNA motifs to precisely control the translational output of multiple FPs from a single mRNA, leading to extremely narrow and resolvable ratios of the corresponding cellular fluorescence distributions. With this platform, we constructed 20 resolvable FRAME-tags in yeast using just two FPs, and further demonstrated that 100 or more distinguishable FRAME-tags could be made by the addition of a third FP. We used FRAME-tags to map the dynamic fitness landscape of yeast co-cultures, and to characterize the expression pattern of 20 yeast promoters in multiplex across diverse conditions. FRAME-tags offer a valuable new tool for cellular barcoding that enables time-resolved characterization of complex biological systems using widely available fluorescence detection techniques and a minimal number of spectral channels.