The highly polyphagous Old World cotton bollworm Helicoverpa armigera is a quarantine agricultural pest for the American continents. Historically H. armigera is thought to have colonised the American continents around 1.5 to 2 million years ago, leading to the current H. zea populations on the American continents. The relatively recent species divergence history is evident in mating compatibility between H. zea and H. armigera under laboratory conditions. Despite periodic interceptions of H. armigera into North America, this pest species is not believed to have successfully established significant populations on either continent. In this study, we provide molecular evidence via mitochondrial DNA (mtDNA) cytochrome oxidase I (COI) and cytochrome b (Cyt b) partial gene sequences for the successful recent incursion of H. armigera into the New World, with individuals being detected at two sites (Primavera do Leste, Pedra Preta) within the State of Mato Grosso in Brazil. The mtDNA COI and Cyt b haplotypes detected in the Brazilian H. armigera individuals are common throughout the Old World, thus precluding identification of the founder populations. Combining the two partial mtDNA gene sequences showed that at least two matrilines are present in Brazil, while the inclusion of three nuclear DNA Exon-Primed Intron-Crossing (EPIC) markers identified a further two possible matrilines in our samples. The economic, biosecurity, resistance management, ecological and evolutionary implications of this incursion are discussed in relation to the current agricultural practices in the Americas.

Helicoverpa armigera and Helicoverpa zea are major caterpillar pests of Old and New World agriculture, respectively. Both, particularly H. armigera, are extremely polyphagous, and H. armigera has developed resistance to many insecticides. Here we use comparative genomics, transcriptomics and resequencing to elucidate the genetic basis for their properties as pests. We find that, prior to their divergence about 1.5 Mya, the H. armigera/H. zea lineage had accumulated up to more than 100 more members of specific detoxification and digestion gene families and more than 100 extra gustatory receptor genes, compared to other lepidopterans with narrower host ranges. The two genomes remain very similar in gene content and order, but H. armigera is more polymorphic overall, and H. zea has lost several detoxification genes, as well as about 50 gustatory receptor genes. It also lacks certain genes and alleles conferring insecticide resistance found in H. armigera. Non-synonymous sites in the expanded gene families above are rapidly diverging, both between paralogues and between orthologues in the two species. Whole genome transcriptomic analyses of H. armigera larvae show widely divergent responses to different host plants, including responses among many of the duplicated detoxification and digestion genes. The extreme polyphagy of the two heliothines is associated with extensive amplification and neofunctionalisation of genes involved in host finding and use, coupled with versatile transcriptional responses on different hosts. H. armigera’s invasion of the Americas in recent years means that hybridisation could generate populations that are both locally adapted and insecticide resistant.

Summary DNA base damage is a major source of oncogenic mutations 1 . Such damage can produce strand-phased mutation patterns and multiallelic variation through the process of lesion segregation 2 . Here, we exploited these properties to reveal how strand-asymmetric processes, such as replication and transcription, shape DNA damage and repair. Despite distinct mechanisms of leading and lagging strand replication 3,4 , we observe identical fidelity and damage tolerance for both strands. For small DNA adducts, our results support a model in which the same translesion polymerase is recruited on-the-fly to both replication strands, starkly contrasting the strand asymmetric tolerance of bulky adducts 5 . We find that DNA damage tolerance is also common during transcription, where RNA-polymerases frequently bypass lesions without triggering repair. At multiple genomic scales, we show the pattern of DNA damage induced mutations is largely shaped by the influence of DNA accessibility on repair efficiency, rather than gradients of DNA damage. Finally, we reveal specific genomic conditions that can corrupt the fidelity of nucleotide excision repair and actively drive oncogenic mutagenesis. These results provide insight into how strand-asymmetric mechanisms underlie the formation, tolerance, and repair of DNA damage, thereby shaping cancer genome evolution.

Abstract DNA base damage is a major source of oncogenic mutations 1 . Such damage can produce strand-phased mutation patterns and multiallelic variation through the process of lesion segregation 2 . Here we exploited these properties to reveal how strand-asymmetric processes, such as replication and transcription, shape DNA damage and repair. Despite distinct mechanisms of leading and lagging strand replication 3,4 , we observe identical fidelity and damage tolerance for both strands. For small alkylation adducts of DNA, our results support a model in which the same translesion polymerase is recruited on-the-fly to both replication strands, starkly contrasting the strand asymmetric tolerance of bulky UV-induced adducts 5 . The accumulation of multiple distinct mutations at the site of persistent lesions provides the means to quantify the relative efficiency of repair processes genome wide and at single-base resolution. At multiple scales, we show DNA damage-induced mutations are largely shaped by the influence of DNA accessibility on repair efficiency, rather than gradients of DNA damage. Finally, we reveal specific genomic conditions that can actively drive oncogenic mutagenesis by corrupting the fidelity of nucleotide excision repair. These results provide insight into how strand-asymmetric mechanisms underlie the formation, tolerance and repair of DNA damage, thereby shaping cancer genome evolution.

Cancers arise through the acquisition of oncogenic mutations and grow through clonal expansion 1,2. Here we reveal that most mutagenic DNA lesions are not resolved as mutations within a single cell-cycle. Instead, DNA lesions segregate unrepaired into daughter cells for multiple cell generations, resulting in the chromosome-scale phasing of subsequent mutations. We characterise this process in mutagen-induced mouse liver tumours and show that DNA replication across persisting lesions can generate multiple alternative alleles in successive cell divisions, thereby increasing both multi-allelic and combinatorial genetic diversity. The phasing of lesions enables the accurate measurement of strand biased repair processes, the quantification of oncogenic selection, and the fine mapping of sister chromatid exchange events. Finally, we demonstrate that lesion segregation is a unifying property of exogenous mutagens, including UV light and chemotherapy agents in human cells and tumours, which has profound implications for the evolution and adaptation of cancer genomes.

Abstract The global reliance on Bacillus thuringiensis (Bt) proteins for controlling lepidopteran pests in cotton, corn, and soybean crops underscores the critical need to understand resistance mechanisms. Vip3Aa, one of the most widely deployed and currently effective Bt proteins in genetically modified crops, plays a pivotal role in pest management. This study identifies the molecular basis of Vip3Aa resistance in Australian Helicoverpa armigera through genetic crosses, and integrated genomic and transcriptomic analyses. We identified a previously uncharacterized gene, LOC110373801 (designated HaVipR1 ), as a crucial determinant of Vip3Aa resistance in two field-derived resistant lines. Functional validation using CRISPR-Cas9 knockout in susceptible lines confirmed the gene’s role in conferring resistance. Despite extensive laboratory selection of Vip3Aa-resistant colonies in Lepidoptera, the biochemical mechanisms underlying resistance have remained elusive. Our research demonstrates that HaVipR1 -mediated resistance operates independently of known resistance genes, including midgut-specific chitin synthase and the transcription factor SfMyb. The identification of HaVipR1 offers further insights into the Vip3Aa mechanism of action. This discovery is vital for devising strategies to counteract resistance and sustain the efficacy of Bt crops. Future research should focus on elucidating the biochemical pathways involving HaVipR1 and investigating its interactions with other resistance mechanisms. Our findings underscore the utility of analysing field-derived resistant lines in providing biologically relevant insights and stress the necessity for comprehensive management strategies to maintain agricultural productivity. Significance Statement This is the first identification of a specific gene in Helicoverpa armigera which mediates resistance to the Bacillus thuringiensis (Bt) protein Vip3Aa. We identify that this gene is disrupted in two different ways in separate field-derived resistant lines, one being a large transposable element insertion in the first intron of the HaVipR1 gene, confirmed using long-read sequencing. Disruption of this gene using CRISPR-Cas9 knockout in a susceptible H. armigera line confers Vip3A resistance. The identification of a specific gene is important for molecular monitoring and management of H. armigera as well as other global pests of concern like Spodoptera frugiperda . These findings also offer insights for researchers aiming to understand how Vip3Aa functions, as the action pathway remains unclear.