SUMMARY Recent advances in human blastoids generated from naïve pluripotent stem cells have opened a new avenue for modelling early human development and implantation. Despite the success, however, existing protocols have several limitations, e.g., the use of custom-built microwell arrays impedes wide adoption by the research community, and mass production of human blastoids is hampered by low-output or low-efficiency methods. To address these issues, here we developed an optimized protocol based on commercially available microwell plates, which enabled efficient generation of high-fidelity human blastoids at a large scale. Leveraging on the improved protocol, we identified MAPK. PI3K/AKT and mTOR signaling pathways were activated in both blastoids and blastocyst, and discovered endometrial stromal effects in promoting trophoblast cell survival, proliferation and syncytialization during extended co-culture with blastoids. Our optimized protocol will facilitate broader use of human blastoids as an accessible, perturbable, scalable, tractable, and ethical model for human blastocysts.

Many neurodevelopmental defects are linked to perturbations in genes involved in housekeeping functions, such as those encoding ribosome biogenesis factors. However, how reductions in ribosome biogenesis can result in tissue and developmental specific defects remains a mystery. Here we describe new allelic variants in the ribosome biogenesis factor AIRIM primarily associated with neurodevelopmental disorders. Using human cerebral organoids in combination with proteomic analysis, single-cell transcriptome analysis across multiple developmental stages, and single organoid translatome analysis, we identify a previously unappreciated mechanism linking changes in ribosome levels and the timing of cell fate specification during early brain development. We find ribosome levels decrease during neuroepithelial differentiation, making differentiating cells particularly vulnerable to perturbations in ribosome biogenesis during this time. Reduced ribosome availability more profoundly impacts the translation of specific transcripts, disrupting both survival and cell fate commitment of transitioning neuroepithelia. Enhancing mTOR activity by both genetic and pharmacologic approaches ameliorates the growth and developmental defects associated with intellectual disability linked variants, identifying potential treatment options for specific brain ribosomopathies. This work reveals the cellular and molecular origins of protein synthesis defect-related disorders of human brain development.

Faithful embryogenesis requires precise coordination between embryonic and extraembryonic tissues. Although stem cells from embryonic and extraembryonic origins have been generated for several mammalian species(Bogliotti et al., 2018; Choi et al., 2019; Cui et al., 2019; Evans and Kaufman, 1981; Kunath et al., 2005; Li et al., 2008; Martin, 1981; Okae et al., 2018; Tanaka et al., 1998; Thomson et al., 1998; Vandevoort et al., 2007; Vilarino et al., 2020; Yu et al., 2021b; Zhong et al., 2018), they are grown in different culture conditions with diverse media composition, which makes it difficult to study cross-lineage communication. Here, by using the same culture condition that activates FGF, TGF-β and WNT signaling pathways, we derived stable embryonic stem cells (ESCs), extraembryonic endoderm stem cells (XENs) and trophoblast stem cells (TSCs) from all three founding tissues of mouse and cynomolgus monkey blastocysts. This allowed us to establish embryonic and extraembryonic stem cell co-cultures to dissect lineage crosstalk during early mammalian development. Co-cultures of ESCs and XENs uncovered a conserved and previously unrecognized growth inhibition of pluripotent cells by extraembryonic endoderm cells, which is in part mediated through extracellular matrix signaling. Our study unveils a more universal state of stem cell self-renewal stabilized by activation, as opposed to inhibition, of developmental signaling pathways. The embryonic and extraembryonic stem cell co-culture strategy developed here will open new avenues for creating more faithful embryo models and developing more developmentally relevant differentiation protocols.

Abstract The seamless transition through stages of pluripotency relies on a delicate balance between transcription factor networks and epigenetic silencing mechanisms that ensure proper regulation of the developmental program, critical for normal development. Here, we uncover the pivotal role of the transgene activation suppressor (TASOR), a component of the human silencing hub (HUSH) complex, in sustaining cell viability during the transition from naive to primed pluripotency, despite its rapid downregulation during this transition. Loss of TASOR in naive cells triggers replication stress, disrupts H3K9me3 heterochromatin formation, and compromise the transcriptional and post-transcriptional silencing of LINE-1 (L1) transposable elements (TEs), with these effects become more pronounced in primed cells. Remarkably, the survival of Tasor- knockout cells during naive to primed transition can be restored through the inhibition of cysteine-aspartic acid protease (Caspase) or deletion of mitochondrial antiviral signaling protein (MAVS). This suggests that unscheduled L1 expression activates an innate immune response, leading to programmed cell death, specifically in cells exiting naïve pluripotency. Additionally, we propose that HUSH-promoted H3K9me3 in naïve PSCs sets the stage for ensuing DNA methylation in primed cells, establishing long-term silencing during differentiation. Our findings shed insights on the crucial impact of epigenetic programs established in early developmental stages on subsequent phases, underscoring their significance in the developmental process.

Summary Understanding the mechanisms of blastocyst formation and implantation is crucial for advancing farm animal reproduction. However, research in this area is often hindered by the limited availability of embryos. In this study, we developed an efficient method to generate blastocyst-like structures (termed blastoids) from porcine expanded pluripotent stem cells (pEPSCs) through chemical induction with an efficiency up to 80%. These porcine blastoids closely resemble natural blastocysts in terms of morphology, cell composition, and single-cell transcriptomes. The tissue structures of the blastoids developed over time in culture, resembling the tissue morphology of gastrulation-stage embryos. This innovative approach not only provides a robust in vitro model for studying early embryogenesis in pigs but also holds the potential for improving reproductive efficiency and understanding the developmental processes of large farm animal species. The development of porcine blastoids represents a significant advancement in regenerative medicine and developmental biology.