Cortical gamma oscillations (20-80 Hz) predict increases in focused attention, and failure in gamma regulation is a hallmark of neurological and psychiatric disease. Current theory predicts that gamma oscillations are generated by synchronous activity of fast-spiking inhibitory interneurons, with the resulting rhythmic inhibition producing neural ensemble synchrony by generating a narrow window for effective excitation. We causally tested these hypotheses in barrel cortex in vivo by targeting optogenetic manipulation selectively to fast-spiking interneurons. Here we show that light-driven activation of fast-spiking interneurons at varied frequencies (8-200 Hz) selectively amplifies gamma oscillations. In contrast, pyramidal neuron activation amplifies only lower frequency oscillations, a cell-type-specific double dissociation. We found that the timing of a sensory input relative to a gamma cycle determined the amplitude and precision of evoked responses. Our data directly support the fast-spiking-gamma hypothesis and provide the first causal evidence that distinct network activity states can be induced in vivo by cell-type-specific activation. Gamma oscillations, synchronous activity rhythms in the neuronal network measured between 20 and 80 Hz, are active during information processing and attention, and are dysregulated in schizophrenia. What induces this activity band has been the subject of speculation and theory. Two papers in this issue report the use of cell-type-targeted optogenetic technologies to test the currently favoured theory — that these oscillations are generated by synchronous activity of fast-spiking (FS) interneurons, also known as parvalbumin-expressing interneurons. The results suggest that the theory is correct. Cardin et al. show that a gamma state can be driven by specific activation of FS interneurons in vivo, and that sensory input relative to these oscillations can determine the extent of evoked cortical activity. Sohal et al. report empirical evidence for the involvement of specific activation of FS interneurons in the production of gamma oscillations, and their data too suggest that gamma-based modulation of excitatory cells may enhance the signal-to-noise ratio in circuits. Cortical gamma oscillations (20–80 Hz) predict increases in focused attention, and failure in gamma regulation is a hallmark of neurological and psychiatric disease; however, what induces this activity band is unclear. Here, by using a cell-type targeted optogenetic approach, it is revealed that gamma oscillations can be driven by specific activation of fast-spiking interneurons in vivo, and that sensory input relative to these oscillations can determine the extent of evoked cortical activity.

Gamma oscillations, synchronous activity rhythms in the neuronal network measured between 20 and 80 Hz, are active during information processing and attention, and are dysregulated in schizophrenia. What induces this activity band has been the subject of speculation and theory. Two papers in this issue report the use of cell-type-targeted optogenetic technologies to test the currently favoured theory — that these oscillations are generated by synchronous activity of fast-spiking (FS) interneurons, also known as parvalbumin-expressing interneurons. The results suggest that the theory is correct. Cardin et al. show that a gamma state can be driven by specific activation of FS interneurons in vivo, and that sensory input relative to these oscillations can determine the extent of evoked cortical activity. Sohal et al. report empirical evidence for the involvement of specific activation of FS interneurons in the production of gamma oscillations, and their data too suggest that gamma-based modulation of excitatory cells may enhance the signal-to-noise ratio in circuits. Interneurons defined by the fast-spiking phenotype and expression of the calcium-binding protein parvalbumin are thought to be involved in gamma oscillations. Here, optogenetic technology is used in mice to selectively modulate parvalbumin interneurons in vivo, revealing that inhibition of these interneurons suppresses gamma oscillations, whereas driving them is sufficient to generate emergent gamma-frequency rhythmicity. Synchronized oscillations and inhibitory interneurons have important and interconnected roles within cortical microcircuits. In particular, interneurons defined by the fast-spiking phenotype and expression of the calcium-binding protein parvalbumin1,2 have been suggested to be involved in gamma (30–80 Hz) oscillations3,4,5,6,7, which are hypothesized to enhance information processing8,9. However, because parvalbumin interneurons cannot be selectively controlled, definitive tests of their functional significance in gamma oscillations, and quantitative assessment of the impact of parvalbumin interneurons and gamma oscillations on cortical circuits, have been lacking despite potentially enormous significance (for example, abnormalities in parvalbumin interneurons may underlie altered gamma-frequency synchronization and cognition in schizophrenia10 and autism11). Here we use a panel of optogenetic technologies12,13,14 in mice to selectively modulate multiple distinct circuit elements in neocortex, alone or in combination. We find that inhibiting parvalbumin interneurons suppresses gamma oscillations in vivo, whereas driving these interneurons (even by means of non-rhythmic principal cell activity) is sufficient to generate emergent gamma-frequency rhythmicity. Moreover, gamma-frequency modulation of excitatory input in turn was found to enhance signal transmission in neocortex by reducing circuit noise and amplifying circuit signals, including inputs to parvalbumin interneurons. As demonstrated here, optogenetics opens the door to a new kind of informational analysis of brain function, permitting quantitative delineation of the functional significance of individual elements in the emergent operation and function of intact neural circuitry.

Severe behavioural deficits in psychiatric diseases such as autism and schizophrenia have been hypothesized to arise from elevations in the cellular balance of excitation and inhibition (E/I balance) within neural microcircuitry. This hypothesis could unify diverse streams of pathophysiological and genetic evidence, but has not been susceptible to direct testing. Here we design and use several novel optogenetic tools to causally investigate the cellular E/I balance hypothesis in freely moving mammals, and explore the associated circuit physiology. Elevation, but not reduction, of cellular E/I balance within the mouse medial prefrontal cortex was found to elicit a profound impairment in cellular information processing, associated with specific behavioural impairments and increased high-frequency power in the 30–80 Hz range, which have both been observed in clinical conditions in humans. Consistent with the E/I balance hypothesis, compensatory elevation of inhibitory cell excitability partially rescued social deficits caused by E/I balance elevation. These results provide support for the elevated cellular E/I balance hypothesis of severe neuropsychiatric disease-related symptoms. One model for the cellular disturbances underlying social and emotional deficits in disorders such as autism and schizophrenia is an imbalance in excitatory and inhibitory activity in certain neural systems. This idea has not been directly testable so far, but testability comes a little closer with the development of two optogenetic tools that have different spectral and temporal characteristics, thereby allowing selective control of two intermingled populations of neurons. Use of these new opsins shows that increasing relative excitation in mouse prefrontal cortex impairs social and learning behaviours. This provides support for the elevated cellular excitatory/inhibitory balance hypothesis of certain neuropsychiatric symptoms.

Obtaining high-resolution information from a complex system, while maintaining the global perspective needed to understand system function, represents a key challenge in biology. Here we address this challenge with a method (termed CLARITY) for the transformation of intact tissue into a nanoporous hydrogel-hybridized form (crosslinked to a three-dimensional network of hydrophilic polymers) that is fully assembled but optically transparent and macromolecule-permeable. Using mouse brains, we show intact-tissue imaging of long-range projections, local circuit wiring, cellular relationships, subcellular structures, protein complexes, nucleic acids and neurotransmitters. CLARITY also enables intact-tissue in situ hybridization, immunohistochemistry with multiple rounds of staining and de-staining in non-sectioned tissue, and antibody labelling throughout the intact adult mouse brain. Finally, we show that CLARITY enables fine structural analysis of clinical samples, including non-sectioned human tissue from a neuropsychiatric-disease setting, establishing a path for the transmutation of human tissue into a stable, intact and accessible form suitable for probing structural and molecular underpinnings of physiological function and disease. High-resolution imaging has traditionally required thin sectioning, a process that disrupts long-range connectivity in the case of brains: here, intact mouse brains and human brain samples have been made fully transparent and macromolecule permeable using a new method termed CLARITY, which allows for intact-tissue imaging as well as repeated antibody labelling and in situ hybridization of non-sectioned tissue. High-resolution imaging of biological tissue has traditionally required sectioning, which for tissues like the brain means the loss of long-range connectivity. Now Karl Deisseroth and colleagues have developed a way of making full, intact organs optically transparent and macromolecule-permeable by building a hydrogel-based infrastructure from within the tissue that allows subsequent removal of light-scattering lipids, resulting in a transparent brain. The method, termed CLARITY, also allows repeated antibody labelling of proteins, and in situ hybridization of nucleic acids in non-sectioned tissue, such as full mouse brains or human clinical samples stored in formalin for many years.

Both observational and perturbational technologies are essential for advancing the understanding of brain function and dysfunction. But while observational techniques have greatly advanced in the last century, techniques for perturbation that are matched to the speed and heterogeneity of neural systems have lagged behind. The technology of optogenetics represents a step toward addressing this disparity. Reliable and targetable single-component tools (which encompass both light sensation and effector function within a single protein) have enabled versatile new classes of investigation in the study of neural systems. Here we provide a primer on the application of optogenetics in neuroscience, focusing on the single-component tools and highlighting important problems, challenges, and technical considerations. Both observational and perturbational technologies are essential for advancing the understanding of brain function and dysfunction. But while observational techniques have greatly advanced in the last century, techniques for perturbation that are matched to the speed and heterogeneity of neural systems have lagged behind. The technology of optogenetics represents a step toward addressing this disparity. Reliable and targetable single-component tools (which encompass both light sensation and effector function within a single protein) have enabled versatile new classes of investigation in the study of neural systems. Here we provide a primer on the application of optogenetics in neuroscience, focusing on the single-component tools and highlighting important problems, challenges, and technical considerations.

Optogenetics is a technology that allows targeted, fast control of precisely defined events in biological systems as complex as freely moving mammals. By delivering optical control at the speed (millisecond-scale) and with the precision (cell type–specific) required for biological processing, optogenetic approaches have opened new landscapes for the study of biology, both in health and disease.

Deep brain stimulation (DBS) is a therapeutic option for intractable neurological and psychiatric disorders, including Parkinson's disease and major depression. Because of the heterogeneity of brain tissues where electrodes are placed, it has been challenging to elucidate the relevant target cell types or underlying mechanisms of DBS. We used optogenetics and solid-state optics to systematically drive or inhibit an array of distinct circuit elements in freely moving parkinsonian rodents and found that therapeutic effects within the subthalamic nucleus can be accounted for by direct selective stimulation of afferent axons projecting to this region. In addition to providing insight into DBS mechanisms, these results demonstrate an optical approach for dissection of disease circuitry and define the technological toolbox needed for systematic deconstruction of disease circuits by selectively controlling individual components.

The activation of a population of hippocampal neurons thought to encode a specific fear memory is shown to elicit freezing behaviour in mice. Several studies have used ablation strategies to demonstrate that certain neuronal populations in the brain are needed for memory expression, but whether a particular ensemble is sufficient to elicit a behavioural outcome from a particular memory has remained unexplored. Now, Susumu Tonegawa and colleagues use optogenetics to demonstrate that a particular, targeted memory 'engram', or group of cells, that was active during fear-learning is sufficient to drive freezing behaviour in mice during subsequent reactivations. A specific memory is thought to be encoded by a sparse population of neurons1,2. These neurons can be tagged during learning for subsequent identification3 and manipulation4,5,6. Moreover, their ablation or inactivation results in reduced memory expression, suggesting their necessity in mnemonic processes. However, the question of sufficiency remains: it is unclear whether it is possible to elicit the behavioural output of a specific memory by directly activating a population of neurons that was active during learning. Here we show in mice that optogenetic reactivation of hippocampal neurons activated during fear conditioning is sufficient to induce freezing behaviour. We labelled a population of hippocampal dentate gyrus neurons activated during fear learning with channelrhodopsin-2 (ChR2)7,8 and later optically reactivated these neurons in a different context. The mice showed increased freezing only upon light stimulation, indicating light-induced fear memory recall. This freezing was not detected in non-fear-conditioned mice expressing ChR2 in a similar proportion of cells, nor in fear-conditioned mice with cells labelled by enhanced yellow fluorescent protein instead of ChR2. Finally, activation of cells labelled in a context not associated with fear did not evoke freezing in mice that were previously fear conditioned in a different context, suggesting that light-induced fear memory recall is context specific. Together, our findings indicate that activating a sparse but specific ensemble of hippocampal neurons that contribute to a memory engram is sufficient for the recall of that memory. Moreover, our experimental approach offers a general method of mapping cellular populations bearing memory engrams.