Obtaining high-resolution information from a complex system, while maintaining the global perspective needed to understand system function, represents a key challenge in biology. Here we address this challenge with a method (termed CLARITY) for the transformation of intact tissue into a nanoporous hydrogel-hybridized form (crosslinked to a three-dimensional network of hydrophilic polymers) that is fully assembled but optically transparent and macromolecule-permeable. Using mouse brains, we show intact-tissue imaging of long-range projections, local circuit wiring, cellular relationships, subcellular structures, protein complexes, nucleic acids and neurotransmitters. CLARITY also enables intact-tissue in situ hybridization, immunohistochemistry with multiple rounds of staining and de-staining in non-sectioned tissue, and antibody labelling throughout the intact adult mouse brain. Finally, we show that CLARITY enables fine structural analysis of clinical samples, including non-sectioned human tissue from a neuropsychiatric-disease setting, establishing a path for the transmutation of human tissue into a stable, intact and accessible form suitable for probing structural and molecular underpinnings of physiological function and disease. High-resolution imaging has traditionally required thin sectioning, a process that disrupts long-range connectivity in the case of brains: here, intact mouse brains and human brain samples have been made fully transparent and macromolecule permeable using a new method termed CLARITY, which allows for intact-tissue imaging as well as repeated antibody labelling and in situ hybridization of non-sectioned tissue. High-resolution imaging of biological tissue has traditionally required sectioning, which for tissues like the brain means the loss of long-range connectivity. Now Karl Deisseroth and colleagues have developed a way of making full, intact organs optically transparent and macromolecule-permeable by building a hydrogel-based infrastructure from within the tissue that allows subsequent removal of light-scattering lipids, resulting in a transparent brain. The method, termed CLARITY, also allows repeated antibody labelling of proteins, and in situ hybridization of nucleic acids in non-sectioned tissue, such as full mouse brains or human clinical samples stored in formalin for many years.

Both observational and perturbational technologies are essential for advancing the understanding of brain function and dysfunction. But while observational techniques have greatly advanced in the last century, techniques for perturbation that are matched to the speed and heterogeneity of neural systems have lagged behind. The technology of optogenetics represents a step toward addressing this disparity. Reliable and targetable single-component tools (which encompass both light sensation and effector function within a single protein) have enabled versatile new classes of investigation in the study of neural systems. Here we provide a primer on the application of optogenetics in neuroscience, focusing on the single-component tools and highlighting important problems, challenges, and technical considerations. Both observational and perturbational technologies are essential for advancing the understanding of brain function and dysfunction. But while observational techniques have greatly advanced in the last century, techniques for perturbation that are matched to the speed and heterogeneity of neural systems have lagged behind. The technology of optogenetics represents a step toward addressing this disparity. Reliable and targetable single-component tools (which encompass both light sensation and effector function within a single protein) have enabled versatile new classes of investigation in the study of neural systems. Here we provide a primer on the application of optogenetics in neuroscience, focusing on the single-component tools and highlighting important problems, challenges, and technical considerations.

Optogenetics is a technology that allows targeted, fast control of precisely defined events in biological systems as complex as freely moving mammals. By delivering optical control at the speed (millisecond-scale) and with the precision (cell type–specific) required for biological processing, optogenetic approaches have opened new landscapes for the study of biology, both in health and disease.

Deep brain stimulation (DBS) is a therapeutic option for intractable neurological and psychiatric disorders, including Parkinson's disease and major depression. Because of the heterogeneity of brain tissues where electrodes are placed, it has been challenging to elucidate the relevant target cell types or underlying mechanisms of DBS. We used optogenetics and solid-state optics to systematically drive or inhibit an array of distinct circuit elements in freely moving parkinsonian rodents and found that therapeutic effects within the subthalamic nucleus can be accounted for by direct selective stimulation of afferent axons projecting to this region. In addition to providing insight into DBS mechanisms, these results demonstrate an optical approach for dissection of disease circuitry and define the technological toolbox needed for systematic deconstruction of disease circuits by selectively controlling individual components.

The activation of a population of hippocampal neurons thought to encode a specific fear memory is shown to elicit freezing behaviour in mice. Several studies have used ablation strategies to demonstrate that certain neuronal populations in the brain are needed for memory expression, but whether a particular ensemble is sufficient to elicit a behavioural outcome from a particular memory has remained unexplored. Now, Susumu Tonegawa and colleagues use optogenetics to demonstrate that a particular, targeted memory 'engram', or group of cells, that was active during fear-learning is sufficient to drive freezing behaviour in mice during subsequent reactivations. A specific memory is thought to be encoded by a sparse population of neurons1,2. These neurons can be tagged during learning for subsequent identification3 and manipulation4,5,6. Moreover, their ablation or inactivation results in reduced memory expression, suggesting their necessity in mnemonic processes. However, the question of sufficiency remains: it is unclear whether it is possible to elicit the behavioural output of a specific memory by directly activating a population of neurons that was active during learning. Here we show in mice that optogenetic reactivation of hippocampal neurons activated during fear conditioning is sufficient to induce freezing behaviour. We labelled a population of hippocampal dentate gyrus neurons activated during fear learning with channelrhodopsin-2 (ChR2)7,8 and later optically reactivated these neurons in a different context. The mice showed increased freezing only upon light stimulation, indicating light-induced fear memory recall. This freezing was not detected in non-fear-conditioned mice expressing ChR2 in a similar proportion of cells, nor in fear-conditioned mice with cells labelled by enhanced yellow fluorescent protein instead of ChR2. Finally, activation of cells labelled in a context not associated with fear did not evoke freezing in mice that were previously fear conditioned in a different context, suggesting that light-induced fear memory recall is context specific. Together, our findings indicate that activating a sparse but specific ensemble of hippocampal neurons that contribute to a memory engram is sufficient for the recall of that memory. Moreover, our experimental approach offers a general method of mapping cellular populations bearing memory engrams.