Summary Autism Spectrum Disorder is phenotypically and genetically heterogeneous, but genomic analyses have identified candidate susceptibility genes. We present a CRISPR gene editing strategy to insert a protein tag and premature termination sites creating an induced pluripotent stem cell (iPSC) knockout resource for functional studies of 10 ASD-relevant genes ( AFF2/FMR2, ANOS1, ASTN2, ATRX , CACNA1C , CHD8, DLGAP2, KCNQ2 , SCN2A , TENM1 ). Neurogenin 2 (NEUROG2)-directed differentiation of iPSCs allowed production of cortical excitatory neurons, and mutant proteins were not detectable. RNAseq revealed convergence of several neuronal networks. Using both patch-clamp and multi-electrode array approaches, the electrophysiological deficits measured were distinct for different mutations. However, they culminated in a consistent reduction in synaptic activity, including reduced spontaneous excitatory post-synaptic current frequencies in AFF2/FMR2- , ASTN2-, ATRX -, KCNQ2 - and SCN2A -null neurons. Despite ASD susceptibility genes belonging to different gene ontologies, isogenic stem cell resources can reveal common functional phenotypes, such as reduced functional connectivity.

Abstract Models of MECP2 dysfunction in Rett syndrome (RTT) assume that transcription rate changes directly correlate with altered steady-state mRNA levels. However, limited evidence suggests that transcription rate changes are buffered by poorly understood compensatory post-transcriptional mechanisms. Here we measure transcription rate and mRNA half-life changes in RTT patient neurons using RATE-seq, and reinterpret nuclear and whole-cell RNAseq from Mecp2 mice. Genes are dysregulated by changing transcription rate only or half-life only and are buffered when both are changed. We utilized classifier models to understand the direction of transcription rate changes based on gene-body DNA sequence, and combined frequencies of three dinucleotides were better predictors than contributions by CA and CG. MicroRNA and RNA-Binding Protein (RBP) motifs were enriched in 3’UTRs of genes with half-life changes. Motifs for nuclear localized RBPs were enriched on buffered genes with increased transcription rate. Our findings identify post-transcriptional mechanisms in humans and mice that alter half-life only or buffer transcription rate changes when a transcriptional modulator gene is mutated in a neurodevelopmental disorder.

Induced Pluripotent Stem Cells (iPSC) derived from healthy individuals are important controls for disease modeling studies. To create a resource of genetically annotated iPSCs, we reprogrammed footprint-free lines from four volunteers in the Personal Genome Project Canada (PGPC). Multilineage directed differentiation efficiently produced functional cortical neurons, cardiomyocytes and hepatocytes. Pilot users further demonstrated line versatility by generating kidney organoids, T-lymphocytes and sensory neurons. A frameshift knockout was introduced into MYBPC3 and these cardiomyocytes exhibited the expected hypertrophic phenotype. Whole genome sequencing (WGS) based annotation of PGPC lines revealed on average 20 coding variants. Importantly, nearly all annotated PGPC and HipSci lines harboured at least one pre-existing or acquired variant with cardiac, neurological or other disease associations. Overall, PGPC lines were efficiently differentiated by multiple users into cell types found in six tissues for disease modeling, and clinical annotation highlighted variant-preferred lines for use as unaffected controls in specific disease settings.

The contribution of mRNA half-life is commonly overlooked when examining changes in mRNA abundance during development. mRNA levels of some genes are regulated by transcription rate only, but others may be regulated by mRNA half-life only shifts. Furthermore, transcriptional buffering is predicted when changes in transcription rates have compensating shifts in mRNA half-life resulting in no change to steady-state levels. Likewise, transcriptional boosting should result when changes in transcription rate are accompanied by amplifying half-life shifts. During neurodevelopment there is widespread 3'UTR lengthening that could be shaped by differential shifts in the stability of existing short or long 3'UTR transcript isoforms. We measured transcription rate and mRNA half-life changes during induced human Pluripotent Stem Cell (iPSC)-derived neuronal development using RATE-seq. During transitions to progenitor and neuron stages, transcriptional buffering occurred in up to 50%, and transcriptional boosting in up to 15%, of genes with changed transcription rates. The remaining changes occurred by transcription rate only or mRNA half-life only shifts. Average mRNA half-life decreased two-fold in neurons relative to iPSCs. Short gene isoforms were more destabilized in neurons and thereby increased the average 3'UTR length. Small RNA sequencing captured an increase in microRNA copy number per cell during neurodevelopment. We propose that mRNA destabilization and 3'UTR lengthening are driven in part by an increase in microRNA load in neurons. Our findings identify mRNA stability mechanisms in human neurodevelopment that regulate gene and isoform level abundance and provide a precedent for similar post-transcriptional regulatory events as other tissues develop.

Induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived cortical neurons are increasingly used as a model to study developmental aspects of Autism Spectrum Disorder (ASD), which is clinically and genetically heterogeneous. To study the complex relationship of rare (penetrant) variant(s) and common (weaker) polygenic risk variant(s) to ASD, isogenic iPSC-derived neurons from probands and family-based controls, for modeling, is critical. We developed a standardized set of procedures, designed to control for heterogeneity in reprogramming and differentiation, and generated 53 different iPSC-derived glutamatergic neuronal lines from 25 participants from 12 unrelated families with ASD (14 ASD-affected individuals, 3 unaffected siblings, 8 unaffected parents). Heterozygous de novo (7 families; 16p11.2, NRXN1, DLGAP2, CAPRIN1, VIP, ANOS1, THRA) and rare-inherited (2 families; CNTN5, AGBL4) presumed-damaging variants were characterized in ASD risk genes/loci. In three additional families, functional candidates for ASD (SET), and combinations of putative etiologic variants (GLI3/KIF21A and EHMT2/UBE2I combinations in separate families), were modeled. We used a large-scale multi-electrode array (MEA) as our primary high-throughput phenotyping assay, followed by patch clamp recordings. Our most compelling new results revealed a consistent spontaneous network hyperactivity in neurons deficient for CNTN5 or EHMT2. Our biobank of iPSC-derived neurons and accompanying genomic data are available to accelerate ASD research.

Abstract Background Neuronal development is a tightly controlled process involving multi-layered regulatory mechanisms. While transcriptional pathways regulating neurodevelopment are well characterized, post-transcriptional programs are still poorly understood. TIA1 is an RNA-binding protein that can regulate splicing, stability, or translation of target mRNAs, and has been shown to play critical roles in neurodevelopment. However, the identity of mRNAs regulated by TIA1 during neurodevelopment is still unknown. Methods and Results To identify the mRNAs targeted by TIA1 during the first stages of human neurodevelopment, we performed RNA immunoprecipitation-sequencing (RIP-seq) on human embryonic stem cells (hESCs) and derived neural progenitor cells (NPCs), and cortical neurons. While there was no change in TIA1 protein levels, the number of TIA1 targeted mRNAs decreased from pluripotent cells to neurons. We identified 2400, 845, and 330 TIA1 mRNA targets in hESCs, NPC, and neurons, respectively. The vast majority of mRNA targets in hESC were genes associated with neurodevelopment and included autism spectrum disorder-risk genes that were not bound in neurons. Additionally, we found that most TIA1 mRNA targets have reduced ribosomal engagement levels. Conclusion Our results reveal TIA1 mRNA targets in hESCs and during human neurodevelopment, indicate that translation repression is a key process targeted by TIA1 binding and implicate TIA1 function in neuronal differentiation.

ABSTRACT Rett syndrome (RTT) is a severe neurodevelopmental disorder primarily caused by heterozygous loss-of-function mutations in the X-linked gene MECP2 that is a global transcriptional regulator. Mutations in the methyl-CpG binding domain (MBD) of MECP2 disrupt its interaction with methylated DNA. Here, we investigate the effect of MECP2 L124W missense mutation in the MBD of an atypical RTT patient in comparison to severe MECP2 null mutations. L124W protein had a limited ability to disrupt heterochromatic chromocenters due to decreased binding dynamics. We isolated two pairs of isogenic WT and L124W induced pluripotent stem cells. L124W induced excitatory neurons expressed stable protein, exhibited increased input resistance and decreased voltage-gated Na + and K + currents, and their neuronal dysmorphology was limited to decreased dendritic complexity. Three isogenic pairs of MECP2 null neurons had the expected more extreme morphological and electrophysiological phenotypes. We examined development and maturation of L124W and MECP2 null excitatory neural network activity using micro-electrode arrays. Relative to isogenic controls, L124W neurons had an increase in synchronous network burst frequency, in contrast to MECP2 null neurons that suffered a significant decrease in synchronous network burst frequency and a transient extension of network burst duration. We capture these findings in a computational neural network model that shows the observed changes in network dynamics are best explained by changes in intrinsic adaptation currents in individual neurons. Our multilevel results demonstrate that RTT excitatory neurons show a wide spectrum of morphological, electrophysiological and circuitry phenotypes that are dependent on the severity of the MECP2 mutation.