Significance Clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/CRISPR-associated (Cas)-mediated genome engineering promises to revolutionize genetic studies in a variety of systems. Here we describe an optimized set of tools for CRISPR/Cas experiments in the model organism Drosophila melanogaster . These tools can be used for remarkably efficient germline transmission of ( i ) loss-of-function insertion and deletion mutations in essential genes or ( ii ) precise changes in the genome sequence introduced by homology-directed repair. These tools also permit efficient biallelic targeting of genes in somatic cells, thereby demonstrating a novel application of CRISPR/Cas in rapidly revealing mutant phenotypes within the organism. Our work also paves the way for high-throughput genetic screens in Drosophila with CRISPR/Cas.

Heparan sulfate proteoglycans have been implicated in the presentation of a number of secreted signaling molecules to their signal-transducing receptors. We have characterized a gene trap mutation in the gene encoding a heparan sulfate biosynthetic enzyme, heparan sulfate 2-sulfotransferase (HS2ST). Transgenic mice were generated from embryonic stem cells harboring this insertion. lacZ reporter gene activity in heterozygous embryos demonstrates that the gene is expressed differentially during embryogenesis, presumably directing dynamic changes in heparan sulfate structure. Moreover, mice homozygous for the Hs2st gene trap allele die in the neonatal period, exhibiting bilateral renal agenesis and defects of the eye and the skeleton. Analysis of kidney development in Hs2st mutants reveals that the gene is not required for two early events—ureteric bud outgrowth from the Wolffian duct and initial induction of Pax-2 expression in the metanephric mesenchyme. It is required, however, for mesenchymal condensation around the ureteric bud and initiation of branching morphogenesis. Because 2- O -sulfation has been shown to influence the functional interactions of ligands with heparan sulfate in vitro, we discuss the possibility that the Hs2st mutant phenotype is a consequence of compromised interactions between growth factors and their signal-transducing receptors. These data provide the first genetic evidence that the regulated synthesis of differentially glycosylated proteoglycans can affect morphogenesis during vertebrate development.

Expressing guide RNAs from a tRNA scaffold enhances mutagenesis by both Cas9 and Cpf1 and allows conditional CRISPR applications in vivo. We present tRNA-based vectors for producing multiple clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR) single guide RNAs (sgRNAs) from a single RNA polymerase II or III transcript in Drosophila. The system, which is based on liberation of sgRNAs by processing flanking tRNAs, permits highly efficient multiplexing of Cas9-based mutagenesis. We also demonstrate that the tRNA–sgRNA system markedly increases the efficacy of conditional gene disruption by Cas9 and can promote editing by the recently discovered RNA-guided endonuclease Cpf1.

Cytoplasmic dynein is an approximately 1.4 MDa multi-protein complex that transports many cellular cargoes towards the minus ends of microtubules. Several in vitro studies of mammalian dynein have suggested that individual motors are not robustly processive, raising questions about how dynein-associated cargoes can move over long distances in cells. Here, we report the production of a fully recombinant human dynein complex from a single baculovirus in insect cells. Individual complexes very rarely show directional movement in vitro. However, addition of dynactin together with the N-terminal region of the cargo adaptor BICD2 (BICD2N) gives rise to unidirectional dynein movement over remarkably long distances. Single-molecule fluorescence microscopy provides evidence that BICD2N and dynactin stimulate processivity by regulating individual dynein complexes, rather than by promoting oligomerisation of the motor complex. Negative stain electron microscopy reveals the dynein-dynactin-BICD2N complex to be well ordered, with dynactin positioned approximately along the length of the dynein tail. Collectively, our results provide insight into a novel mechanism for coordinating cargo binding with long-distance motor movement.

ABSTRACT Regulated recruitment and activity of motor proteins is essential for intracellular transport of cargoes, including messenger ribonucleoprotein complexes (RNPs). Here we show that orchestration of oskar RNP transport in the Drosophila germline relies on the interplay of two double-stranded RNA binding proteins, Staufen and the dynein adaptor Egalitarian (Egl). We find that Staufen antagonizes Egl-mediated transport of oskar mRNA by dynein both in vitro and in vivo . Following delivery of nurse cell-synthesized oskar mRNA into the oocyte by dynein, recruitment of Staufen to the RNPs results in dissociation of Egl and a switch to kinesin-1-mediated translocation of the mRNA to its final destination at the posterior pole of the oocyte. We additionally show that Egl associates with staufen ( stau) mRNA in the nurse cells, mediating its enrichment and translation in the ooplasm. Our observations identify a novel feed-forward mechanism, whereby dynein-dependent accumulation of stau mRNA, and thus protein, in the oocyte enables motor switching on oskar RNPs by downregulating dynein activity.

Abstract Dynein and kinesin motors mediate long-range intracellular transport, translocating towards microtubule minus and plus ends, respectively. Cargoes often undergo bidirectional transport by binding to both motors simultaneously. However, it is not known how motor activities are coordinated in such circumstances. In Drosophila , sequential activities of the dynein-dynactin-BicD-Egalitarian (DDBE) complex and of kinesin-1 deliver oskar mRNA from nurse cells to the oocyte, and within the oocyte to the posterior pole. Here, through in vitro reconstitution, we show that Tm1-I/C, a Tropomyosin-1 isoform, links kinesin-1 in an inactive state to DDBE-associated oskar mRNA. NMR spectroscopy, small-angle X-ray scattering and structural modeling indicate that Tm1-I/C suppresses kinesin-1 activity by stabilizing its autoinhibited conformation, thus preventing a tug-of-war between the opposite polarity motors until kinesin-1 is activated in the oocyte. Our work reveals a novel strategy ensuring sequential activity of microtubule motors.

The cytoplasmic dynein-1 (dynein) motor plays a key role in cellular organisation by transporting a wide variety of cellular constituents towards the minus ends of microtubules. However, relatively little is known about how the biosynthesis, assembly and functional diversity of the motor is orchestrated. To address this issue, we have conducted an arrayed CRISPR loss-of-function screen in human cells using the distribution of dynein-tethered peroxisomes and early endosomes as readouts. From a guide RNA library targeting 18,253 genes, 195 validated hits were recovered and parsed into those impacting multiple dynein cargoes and those whose effects are restricted to a subset of cargoes. Clustering of high-dimensional phenotypic fingerprints generated from multiplexed images revealed co-functional genes involved in many cellular processes, including several candidate novel regulators of core dynein functions. Mechanistic analysis of one of these proteins, the RNA-binding protein SUGP1, provides evidence that it promotes cargo trafficking by sustaining functional expression of the dynein activator LIS1. Our dataset represents a rich source of new hypotheses for investigating microtubule-based transport, as well as several other aspects of cellular organisation that were captured by our high-content imaging.

The diverse roles of the dynein motor in shaping microtubule networks and cargo transport complicate in vivo analysis of its functions significantly. To address this issue, we have generated a series of missense mutations in Drosophila Dynein heavy chain. We show that mutations associated with human neurological disease cause a range of defects, including impaired cargo trafficking in neurons. We also describe a novel microtubule-binding domain mutation that specifically blocks the metaphase-anaphase transition during mitosis in the embryo. This effect is independent from dynein's canonical role in silencing the spindle assembly checkpoint. Optical trapping of purified dynein complexes reveals that this mutation only compromises motor performance under load, a finding rationalized by the results of all-atom molecular dynamics simulations. We propose that dynein has a novel function in anaphase progression that depends on it operating in a specific load regime. More broadly, our work illustrates how in vivo functions of motors can be dissected by manipulating their mechanical properties.

ABSTRACT The cytoplasmic dynein-1 (dynein) motor organizes cells by shaping microtubule networks and moving a large variety of cargoes along them. However, dynein’s diverse roles complicate in vivo studies of its functions significantly. To address this issue, we have used gene editing to generate a series of missense mutations in Drosophila Dynein heavy chain (Dhc). We find that mutations associated with human neurological disease cause a range of defects in larval and adult flies, including impaired cargo trafficking in neurons. We also describe a novel mutation in the microtubule-binding domain (MTBD) of Dhc that, remarkably, causes metaphase arrest of mitotic spindles in the embryo but does not impair other dynein-dependent processes. We demonstrate that the mitotic arrest is independent of dynein’s well-established roles in silencing the spindle assembly checkpoint. In vitro reconstitution and optical trapping assays reveal that the mutation only impairs the performance of dynein under load. In silico all-atom molecular dynamics simulations show that this effect correlates with increased flexibility of the MTBD, as well as an altered orientation of the stalk domain, with respect to the microtubule. Collectively, our data point to a novel role of dynein in anaphase progression that depends on the motor operating in a specific load regime. More broadly, our work illustrates how cytoskeletal transport processes can be dissected in vivo by manipulating mechanical properties of motors.

Hexanucleotide repeat expansions in the C9orf72 gene are the most common genetic cause of amyotrophic lateral sclerosis (ALS) and frontotemporal dementia (FTD). How this mutation leads to these neurodegenerative diseases remains unclear. Here, we use human induced pluripotent stem cell-derived motor neurons to show that C9orf72 repeat expansions impair microtubule-based transport of mitochondria, a process critical for maintenance of neuronal function. Cargo transport defects are recapitulated by treating healthy neurons with the arginine-rich dipeptide repeat proteins (DPRs) that are produced by the hexanucleotide repeat expansions. Single-molecule imaging shows that these DPRs perturb motility of purified kinesin-1 and cytoplasmic dynein-1 motors along microtubules in vitro . Additional in vitro and in vivo data indicate that the DPRs impair transport by interacting with both microtubules and the motor complexes. We also show that kinesin-1 is enriched in DPR inclusions in patient brains and that increasing the level of this motor strongly suppresses the toxic effects of arginine-rich DPR expression in a Drosophila model. Collectively, our study implicates an inhibitory interaction of arginine-rich DPRs with the axonal transport machinery in C9orf72 -associated ALS/FTD and thereby points to novel potential therapeutic strategies.