Sequencing the transcriptomes of more than 100 species of alga yields new channelrhodopsins with promising properties for optogenetics. A far red–shifted channelrhodopsin, Chrimson, opens up new behavioral capabilities in Drosophila, and alongside a fast yet light-sensitive blue channelrhodopsin, Chronos, enables independent excitation of two neuronal populations in brain slices. Optogenetic tools enable examination of how specific cell types contribute to brain circuit functions. A long-standing question is whether it is possible to independently activate two distinct neural populations in mammalian brain tissue. Such a capability would enable the study of how different synapses or pathways interact to encode information in the brain. Here we describe two channelrhodopsins, Chronos and Chrimson, discovered through sequencing and physiological characterization of opsins from over 100 species of alga. Chrimson's excitation spectrum is red shifted by 45 nm relative to previous channelrhodopsins and can enable experiments in which red light is preferred. We show minimal visual system–mediated behavioral interference when using Chrimson in neurobehavioral studies in Drosophila melanogaster. Chronos has faster kinetics than previous channelrhodopsins yet is effectively more light sensitive. Together these two reagents enable two-color activation of neural spiking and downstream synaptic transmission in independent neural populations without detectable cross-talk in mouse brain slice.

The long-term goal of nuclear transfer or alternative reprogramming approaches is to create patient-specific donor cells for transplantation therapy, avoiding immunorejection, a major complication in current transplantation medicine. It was recently shown that the four transcription factors Oct4, Sox2, Klf4, and c-Myc induce pluripotency in mouse fibroblasts. However, the therapeutic potential of induced pluripotent stem (iPS) cells for neural cell replacement strategies remained unexplored. Here, we show that iPS cells can be efficiently differentiated into neural precursor cells, giving rise to neuronal and glial cell types in culture. Upon transplantation into the fetal mouse brain, the cells migrate into various brain regions and differentiate into glia and neurons, including glutamatergic, GABAergic, and catecholaminergic subtypes. Electrophysiological recordings and morphological analysis demonstrated that the grafted neurons had mature neuronal activity and were functionally integrated in the host brain. Furthermore, iPS cells were induced to differentiate into dopamine neurons of midbrain character and were able to improve behavior in a rat model of Parkinson's disease upon transplantation into the adult brain. We minimized the risk of tumor formation from the grafted cells by separating contaminating pluripotent cells and committed neural cells using fluorescence-activated cell sorting. Our results demonstrate the therapeutic potential of directly reprogrammed fibroblasts for neuronal cell replacement in the animal model.

MicroRNAs are a large new class of tiny regulatory RNAs found in nematodes, plants, insects and mammals. MicroRNAs are thought to act as post-transcriptional modulators of gene expression. In invertebrates microRNAs have been implicated as regulators of developmental timing, neuronal differentiation, cell proliferation, programmed cell death and fat metabolism. Little is known about the roles of microRNAs in mammals. We isolated 18-26 nucleotide RNAs from developing rat and monkey brains. From the sequences of these RNAs and the sequences of the rat and human genomes we determined which of these small RNAs are likely to have derived from stem-loop precursors typical of microRNAs. Next, we developed a microarray technology suitable for detecting microRNAs and printed a microRNA microarray representing 138 mammalian microRNAs corresponding to the sequences of the microRNAs we cloned as well as to other known microRNAs. We used this microarray to determine the profile of microRNAs expressed in the developing mouse brain. We observed a temporal wave of expression of microRNAs, suggesting that microRNAs play important roles in the development of the mammalian brain. We describe a microarray technology that can be used to analyze the expression of microRNAs and of other small RNAs. MicroRNA microarrays offer a new tool that should facilitate studies of the biological roles of microRNAs. We used this method to determine the microRNA expression profile during mouse brain development and observed a temporal wave of gene expression of sequential classes of microRNAs.

The optic tecta of surgically produced three-eyed tadpoles were chronically exposed to the N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptor antagonist aminophosphonovaleric acid (APV), or to NMDA itself, to assess the influence of NMDA receptor/channels on the eye-specific segregation of retinal ganglion cell (RGC) terminals that occurs whenever two retinas innervate one tectal lobe. Exposure of the tectum to the active isomer of APV produces desegregation of the RGC terminals without blocking electrical activity in the afferents or altering their terminal arbor morphology. Exposure to the inactive isomer of APV causes no perturbation of the normal stripe pattern. APV-induced desegregation is completely reversible within 2 weeks of removal of the APV. In addition, exposure of the optic tectum to NMDA results in stripes with sharper borders and fewer forks and fusions than untreated animals. These results suggest that the NMDA receptor/channel plays a role in eye-specific segregation in the three-eyed tadpole.

Abstract Background The VPS50 protein functions in synaptic and dense core vesicle acidification, and perturbations of VPS50 function produce behavioral changes in Caenorhabditis elegans . Patients with mutations in VPS50 show severe developmental delay and intellectual disability, characteristics that have been associated with autism spectrum disorders (ASDs). The mechanisms that link VPS50 mutations to ASD are unknown. Results To examine the role of VPS50 in mammalian brain function and behavior, we used the CRISPR/Cas9 system to generate knockouts of VPS50 in both cultured murine cortical neurons and living mice. In cultured neurons, KO of VPS50 did not affect the number of synaptic vesicles but did cause mislocalization of the V-ATPase V1 domain pump and impaired synaptic activity, likely as a consequence of defects in vesicle acidification and vesicle content. In mice, mosaic KO of VPS50 in the hippocampus altered synaptic transmission and plasticity and generated robust cognitive impairments. Conclusions We propose that VPS50 functions as an accessory protein to aid the recruitment of the V-ATPase V1 domain to synaptic vesicles and in that way plays a crucial role in controlling synaptic vesicle acidification. Understanding the mechanisms controlling behaviors and synaptic function in ASD-associated mutations is pivotal for the development of targeted interventions, which may open new avenues for therapeutic strategies aimed at ASD and related conditions.

ABSTRACT Myosin Va (MyoVa) is a plus-end filamentous-actin motor protein that is highly and broadly expressed in the vertebrate body, including in the nervous system. In excitatory neurons MyoVa transports cargo toward the tip of the dendritic spine, where the post-synaptic density (PSD) is formed and maintained. MyoVa mutations in humans cause neurological dysfunction, mental retardation, hypomelanation and death in infancy or childhood. Here we characterize the Flailer (Flr) mutant mouse, which is homozygous for a myo5a mutation that drives high levels of mutant MyoVa (Flr protein) specifically in the CNS. Flr protein functions as a dominant-negative MyoVa, sequestering cargo and blocking its transport to the PSD. Flr mice have early seizures and mild ataxia, but mature and breed normally. Flr mice display several abnormal behaviors known to be associated with brain regions that show high expression of Flr protein. Flr mice are defective in the transport of synaptic components to the PSD and in mGluR-dependent LTD and have a reduced number of mature dendritic spines. The synaptic and behavioral abnormalities of Flr mice result in an anxiety/autism spectrum disorder (ASD)/obsessive compulsive-like phenotype similar to that of other mouse mutants with similar abnormalities. Because of the dominant-negative nature of the Flr protein, the Flr mouse offers a powerful system for the analysis of how the disruption of synaptic transport and lack of LTD can alter synaptic function, development and wiring of the brain and result in symptoms that characterize many neuropsychiatric disorders. SIGNIFICANCE STATEMENT Here we characterize a mutant mouse homozygous for a Myosin Va mutation named Flailer. The Flailer mutation generates a dominant-negative MyoVa transport motor protein that sequesters synaptic cargo and blocks synaptic transport, thereby resulting in an absence of LTD and in abnormal behaviors similar to those seen anxiety/Autism Spectrum disorders. We propose that the Flailer mutant can be used as a model to study how the absence of LTD disrupts brain connectivity and behavior. Moreover, by using the Flailer mutation together with gene editing technologies it should be possible to target specific brain areas to remove the mutation and recover MyoVa function, thereby interrogating the role of a specific brain region in the control of a particular behavior.

Amyotrophic lateral sclerosis (ALS) is a fatal neurodegenerative disease characterized by the loss of motoneurons (MNs), and despite progress, there is no effective treatment. A large body of evidence shows that astrocytes expressing ALS-linked mutant proteins cause non-cell autonomous toxicity of MNs. Although MNs innervate muscle fibers and ALS is characterized by the early disruption of the neuromuscular junction (NMJ) and axon degeneration, there are controversies about whether muscle contributes to non-cell-autonomous toxicity to MNs. In this study, we generated primary skeletal myotubes from myoblasts derived from ALS mice expressing human mutant SOD1

Abstract Copy number variations, and particularly duplications of genomic regions, have been strongly associated with various neurodegenerative conditions including autism spectrum disorder (ASD). These genetic variations have been found to have a significant impact on brain development and function, which can lead to the emergence of neurological and behavioral symptoms. Developing strategies to target these genomic duplications has been challenging, as the presence of endogenous copies of the duplicate genes often complicates the editing strategies. Using the ASD and anxiety mouse model Flailer, that contains a duplication working as a dominant negative for MyoVa, we demonstrate the use of DN-CRISPRs to remove a 700bp genomic duplication in vitro and in vivo . Importantly, DN-CRISPRs have not been used to remove more gene regions <100bp successfully and with high efficiency. We found that editing the flailer gene in primary cortical neurons reverts synaptic transport and transmission defects. Moreover, long-term depression (LTD), disrupted in Flailer animals, is recovered after gene edition. Delivery of DN-CRISPRs in vivo shows that local delivery to the ventral hippocampus can rescues some of the mutant behaviors, while intracerebroventricular delivery, completely recovers Flailer animal phenotype associated to anxiety and ASD. Our results demonstrate the potential of DN-CRISPR to efficiently (>60% editing in vivo) remove large genomic duplications, working as a new gene therapy approach for treating neurodegenerative diseases.

VPS50, is an accessory protein, involved in the synaptic and dense core vesicle acidification and its alterations produce behavioral changes in C.elegans. Here, we produce the mosaic knock out (mKO) of VPS50 using CRISPR/Cas9 system in both cortical cultured neurons and whole animals to evaluate the effect of VPS50 in regulating mammalian brain function and behavior. While mKO of VPS50 does not change the number of synaptic vesicles, it produces a mislocalization of the V-ATPase pump that likely impact in vesicle acidification and vesicle content to impair synaptic and neuronal activity in cultured neurons. In mice, mKO of VPS50 in the hippocampus, alter synaptic transmission and plasticity, and generated robust cognitive impairments associate to memory formation. We propose that VPS50 is an accessory protein that aids the correct recruitment of the V-ATPase pump to synaptic vesicles, thus having a crucial role controlling synaptic vesicle acidification and hence synaptic transmission.