R-loops are three-stranded nucleic acid structures formed upon annealing of an RNA strand to one strand of duplex DNA. We profiled R-loops using a high-resolution, strand-specific methodology in human and mouse cell types. R-loops are prevalent, collectively occupying up to 5% of mammalian genomes. R-loop formation occurs over conserved genic hotspots such as promoter and terminator regions of poly(A)-dependent genes. In most cases, R-loops occur co-transcriptionally and undergo dynamic turnover. Detailed epigenomic profiling revealed that R-loops associate with specific chromatin signatures. At promoters, R-loops associate with a hyper-accessible state characteristic of unmethylated CpG island promoters. By contrast, terminal R-loops associate with an enhancer- and insulator-like state and define a broad class of transcription terminators. Together, this suggests that the retention of nascent RNA transcripts at their site of expression represents an abundant, dynamic, and programmed component of the mammalian chromatin that affects chromatin patterning and the control of gene expression.

ABSTRACT Displacement loops (D-loops) are intermediates formed during homologous recombination that play a pivotal role in the fidelity of repair. Rdh54 (a.k.a. Tid1), a Rad54 paralog in Saccharomyces cerevisiae , is well-known for its role with Dmc1 recombinase during meiotic recombination. Yet contrary to Dmc1, Rdh54 is also present in somatic cells where its function is less understood. While Rdh54 enhances the Rad51 DNA strand invasion activity in vitro , it is unclear how it interplays with Rad54-mediated invasions. Here, we show that Rdh54 inhibits D-loop formation by Rad51 and Rad54 in an ATPase-independent manner. Using a novel D-loop Mapping Assay, we further demonstrate that Rdh54 uniquely restricts the lengths of Rad54-mediated D-loops. The alterations in D-loop properties appear to be important for cell survival and mating-type switch in haploid yeast, whereas Rdh54 expression is suppressed in diploids. We propose that Rdh54 and Rad54 compete for potential binding sites within the Rad51 filament, where Rdh54 acts as a physical roadblock to Rad54’s translocation activity, limiting D-loop formation and D-loop length.

ABSTRACT R-loops are three-stranded nucleic acid structures formed from the hybridization of RNA and DNA during transcription. While the pathological consequences of R-loops have been well-studied to date, the locations, classes, and dynamics of physiological R-loops remain poorly understood. R-loop mapping studies provide insight into R-loop dynamics, but their findings are challenging to generalize. This is due to the narrow biological scope of individual studies, the limitations of each mapping modality, and, in some cases, poor data quality. In this study, we reprocessed 693 R-loop mapping datasets from a wide array of biological conditions and mapping modalities. From this data resource, we developed an accurate method for R-loop data quality control, and we reveal the extent of poor-quality data within previously published studies. We then identified a set of high-confidence R-loop mapping samples and used them to define consensus R-loop sites called “R-loop regions” (RL regions). In the process, we revealed the stark divergence between S9.6 and dRNH-based R-loop mapping methods and identified biologically meaningful subtypes of both constitutive and variable R-loops. Taken together, this work provides a much-needed method to assess R-loop data quality and reveals intriguing aspects of R-loop biology.

ABSTRACT Displacement loops (D-loops) are signature intermediates formed during homologous recombination. Numerous factors regulate D-loop formation and disruption, thereby influencing crucial aspects of DNA repair, including donor choice and the possibility of a crossover outcome. While D-loop detection methods exist, it is currently unfeasible to assess the relationship between D-loop editors and D-loop characteristics such as length and position. Here, we developed a novel in vitro assay to characterize the length and position of individual D-loop with base-pair resolution and deep coverage, while also revealing their distribution in a population. Non-denaturing bisulfite treatment modifies the cytosines on the displaced strand of the D-loop to uracil, leaving a permanent signature for the displaced strand. Subsequent single-molecule real-time sequencing uncovers the cytosine conversion patch as a D-loop footprint, revealing D-loop characteristics at unprecedented resolution. The D-loop Mapping Assay is widely applicable with different substrates and donor types and can be used to study factors that influence D-loop properties.

Abstract R-loops are three-stranded nucleic acid structures formed from the hybridization of RNA and DNA during nascent transcription. In 2012, Ginno et al. introduced the first R-loop mapping method, DNA:RNA immunoprecipitation (DRIP) sequencing. Since that time, dozens of studies have implemented R-loop mapping and new high-resolution techniques have been developed. The resulting datasets have tremendous potential to reveal the causes and consequences of R-loops genome-wide. However, poor quality and variability between mapping approaches pose serious barriers to the meta-analysis of these data. In our recent work, we reprocessed 693 R-loop mapping samples, devising new quality methods, defining a set of high-confidence mapping samples, and then deriving R-loop regions, consensus sites of R-loop formation. This analysis yielded the largest R-loop data resource to date along with novel computational approaches for R-loop mapping analysis. Now, we introduce RLBase , an innovative web server which builds upon those data and software by providing users with the capability to (1) explore hundreds of public R-loop mapping datasets, (2) explore consensus R-loop regions, (3) analyze user-supplied datasets to generate an HTML quality report, and (4) download all the processed data for the 693 samples we previously reprocessed and standardized. In addition to RLBase , we also describe the other software which, along with RLBase , provides a computational framework for R-loop bioinformatics. RLBase , and the rest of these software (termed “RLSuite”), are provided freely under an MIT license and made publicly available: https://gccri.bishop-lab.uthscsa.edu/rlsuite/ . RLBase is directly accessible via the following URL: https://gccri.bishop-lab.uthscsa.edu/rlbase/ .

Abstract Class switch recombination generates antibody distinct isotypes critical to a robust adaptive immune system and defects are associated with auto-immune disorders and lymphomagenesis. Transcription is required during class switch to recruit the cytidine deaminase AID—an essential step for the formation of DNA double-strand breaks—and strongly induces the formation of R loops within the immunoglobulin heavy chain locus. However, the impact of R loops on double-strand break formation and repair during class switch recombination remains unclear. Here we report that cells lacking two enzymes involved in R loop removal— Senataxin and RNase H2—exhibit increased R loop formation and genome instability at the immunoglobulin heavy chain locus without impacting class switch recombination efficiency, transcriptional activity, or AID recruitment. Senataxin and RNase H2-deficient cells also exhibit increased insertion mutations at switch junctions, a hallmark of alternative end joining. Importantly, these phenotypes were not observed in cells lacking Senataxin or RNase H2B alone. We propose that Senataxin acts redundantly with RNase H2 to mediate timely R loop removal, promoting efficient repair while suppressing AID-dependent genome instability and insertional mutagenesis.

R-loops, which result from the formation of stable DNA:RNA hybrids, can both threaten genome integrity and act as physiological regulators of gene expression and chromatin patterning. To characterize R-loops in fission yeast, we used the S9.6 antibody-based DRIPc-seq method to sequence the RNA strand of R-loops and obtain strand-specific R-loop maps at near nucleotide resolution. Surprisingly, preliminary DRIPc-seq experiments identified mostly RNase H-resistant but exosome-sensitive RNAs that mapped to both DNA strands and resembled RNA:RNA hybrids (dsRNAs), suggesting that dsRNAs form widely in fission yeast. We confirmed in vitro that S9.6 can immuno-precipitate dsRNAs and provide evidence that dsRNAs can interfere with its binding to R-loops. dsRNA elimination by RNase III treatment prior to DRIPc-seq allowed the genome-wide and strand-specific identification of genuine R-loops that responded in vivo to RNase H levels and displayed classical features associated with R-loop formation. We also found that most transcripts whose levels were altered by in vivo manipulation of RNase H levels did not form detectable R-loops, suggesting that prolonged manipulation of R-loop levels could indirectly alter the transcriptome. We discuss the implications of our work in the design of experimental strategies to probe R-loop functions.

The contribution of RNA:DNA hybrid metabolism to cellular processes and disease states has become a prominent topic of study. The S9.6 antibody recognizes RNA:DNA hybrids with a subnanomolar affinity, making it a broadly used tool to detect and study RNA:DNA hybrids. However, S9.6 also binds double-stranded RNA in vitro with significant affinity. Though frequently used in immunofluorescence microscopy, the possible reactivity of S9.6 with non-RNA:DNA hybrid substrates in situ, particularly RNA, has not been comprehensively addressed. Furthermore, S9.6 immunofluorescence microscopy has been methodologically variable and generated discordant imaging datasets. In this study, we find that the majority of the S9.6 immunofluorescence signal observed in fixed human cells arises from RNA, not RNA:DNA hybrids. S9.6 staining was quantitatively unchanged by pre-treatment with the human RNA:DNA hybrid-specific nuclease, RNase H1, despite experimental verification in situ that S9.6 could recognize RNA:DNA hybrids and that RNase H1 was active. S9.6 staining was, however, significantly sensitive to pre-treatments with RNase T1, and in some cases RNase III, two ribonucleases that specifically degrade single-stranded and double-stranded RNA, respectively. In contrast, genome-wide maps obtained by high-throughput DNA sequencing after S9.6-mediated DNA:RNA Immunoprecipitation (DRIP) are RNase H1-sensitive and RNase T1- and RNase III-insensitive. Altogether, these data demonstrate that the S9.6 antibody, though capable of recognizing RNA:DNA hybrids in situ and in vitro, suffers from a lack of specificity that precludes reliable imaging of RNA:DNA hybrids and renders associated imaging data inconclusive in the absence of controls for its promiscuous recognition of cellular RNAs.

SUMMARY Efficient co-transcriptional splicing is thought to suppress the formation of genome-destabilizing R-loops upon interaction between nascent RNA and the DNA template. Inhibition of the SF3B splicing complex using Pladienolide B (PladB) in human K562 cells caused widespread intron retention and nearly 2,000 instances of R-loops gains. However, only minimal overlap existed between these events, arguing that unspliced introns do not cause excessive R-loops. R-loop gains were instead driven by readthrough transcription resulting from loss of transcription termination over a subset of stress-response genes, defining a new class of aberrant “downstream of genes” (DoG) R-loops. Such DoG R-loops were temporally and spatially uncoupled from loci experiencing DNA damage. Unexpectedly, the predominant response to splicing inhibition was a global R-loop loss resulting from accumulation of promoter-proximal paused RNA polymerases and defective elongation. Thus, SF3B1-targeted splicing inhibition triggered profound alterations in transcriptional dynamics, leading to unexpected disruptions in the global R-loop landscape. HIGHLIGHTS Intron retention caused by SF3B1 inhibition does not lead to excessive R-loops A subset of genes shows readthrough transcription and accompanying R-loop gains SF3B1 inhibition causes broad reduction in nascent transcription and R-loop loss R-loop gains and DNA damage are temporally and spatially uncoupled

Co-transcriptional R-loops are abundant non-B DNA structures in mammalian genomes. DNA Topoisomerase I (Top1) is often thought to regulate R-loop formation owing to its ability to resolve both positive and negative supercoils. How Top1 regulates R-loop structures at a global level is unknown. Here, we performed high-resolution strand-specific R-loop mapping in human cells depleted for Top1 and found that Top1 depletion resulted in both R-loop gains and losses at thousands of transcribed loci, delineating two distinct gene classes. R-loop gains were characteristic for long, highly transcribed, genes located in gene-poor regions anchored to Lamin B1 domains and in proximity to H3K9me3-marked heterochromatic patches. R-loop losses, by contrast, occurred in gene-rich regions overlapping H3K27me3-marked active replication initiation regions. Interestingly, Top1 depletion coincided with a block of the cell cycle in G0/G1 phase and a trend towards replication delay. Our findings reveal new properties of Top1 in regulating R-loop homeostasis and suggest a potential role for Top1 in controlling replication initiation via R-loop formation.