Abstract To address data management and data exchange problems in the nuclear magnetic resonance (NMR) community, the Collaborative Computing Project for the NMR community (CCPN) created a “Data Model” that describes all the different types of information needed in an NMR structural study, from molecular structure and NMR parameters to coordinates. This paper describes the development of a set of software applications that use the Data Model and its associated libraries, thus validating the approach. These applications are freely available and provide a pipeline for high‐throughput analysis of NMR data. Three programs work directly with the Data Model: CcpNmr Analysis, an entirely new analysis and interactive display program, the CcpNmr FormatConverter, which allows transfer of data from programs commonly used in NMR to and from the Data Model, and the CLOUDS software for automated structure calculation and assignment (Carnegie Mellon University), which was rewritten to interact directly with the Data Model. The ARIA 2.0 software for structure calculation (Institut Pasteur) and the QUEEN program for validation of restraints (University of Nijmegen) were extended to provide conversion of their data to the Data Model. During these developments the Data Model has been thoroughly tested and used, demonstrating that applications can successfully exchange data via the Data Model. The software architecture developed by CCPN is now ready for new developments, such as integration with additional software applications and extensions of the Data Model into other areas of research. Proteins 2005. © 2005 Wiley‐Liss, Inc.

Large-scale chromosome structure and spatial nuclear arrangement have been linked to control of gene expression and DNA replication and repair. Genomic techniques based on chromosome conformation capture (3C) assess contacts for millions of loci simultaneously, but do so by averaging chromosome conformations from millions of nuclei. Here we introduce single-cell Hi-C, combined with genome-wide statistical analysis and structural modelling of single-copy X chromosomes, to show that individual chromosomes maintain domain organization at the megabase scale, but show variable cell-to-cell chromosome structures at larger scales. Despite this structural stochasticity, localization of active gene domains to boundaries of chromosome territories is a hallmark of chromosomal conformation. Single-cell Hi-C data bridge current gaps between genomics and microscopy studies of chromosomes, demonstrating how modular organization underlies dynamic chromosome structure, and how this structure is probabilistically linked with genome activity patterns. A novel genomic technique, single-cell Hi-C, detects thousands of simultaneous chromatin contacts in a single cell; this is used to show that individual chromosomes maintain domain organization at the megabase scale, but that chromosome structures vary from cell to cell at larger scales. The latest genomic techniques such as Hi-C, based on chromosome conformation capture (3C), can detect chromatin interactions and provide a three-dimensional picture of chromosome organization in the nucleus. The resulting data, averaged over millions of gene loci, are not directly relevant to the organization of a single cell. Peter Fraser and colleagues have bridged the gap between genomics and microscopy studies by developing a single-cell Hi-C approach that allows the detection of thousands of simultaneous genomic contacts in an individual cell. Using the system together with a three-dimensional structural model of the X chromosome, the authors demonstrate how chromosome territory structures vary from cell to cell, particularly the interdomain and trans-chromosomal contacts.

The folding of genomic DNA from the beads-on-a-string-like structure of nucleosomes into higher-order assemblies is crucially linked to nuclear processes. Here we calculate 3D structures of entire mammalian genomes using data from a new chromosome conformation capture procedure that allows us to first image and then process single cells. The technique enables genome folding to be examined at a scale of less than 100 kb, and chromosome structures to be validated. The structures of individual topological-associated domains and loops vary substantially from cell to cell. By contrast, A and B compartments, lamina-associated domains and active enhancers and promoters are organized in a consistent way on a genome-wide basis in every cell, suggesting that they could drive chromosome and genome folding. By studying genes regulated by pluripotency factor and nucleosome remodelling deacetylase (NuRD), we illustrate how the determination of single-cell genome structure provides a new approach for investigating biological processes. A chromosome conformation capture method in which single cells are first imaged and then processed enables intact genome folding to be studied at a scale of 100 kb, validated, and analysed to generate hypotheses about 3D genomic interactions and organisation. To understand how chromosomes are folded and organized in the nucleus, researchers have taken advantage of microscopy and molecular techniques based on chromosome conformation capture, such as Hi-C. In this paper, Ernest Laue and colleagues describe a novel approach in which they first image and then apply a single-cell Hi-C protocol to individual haploid mouse embryonic stem cells in the G1 phase of the cell cycle. This high-resolution approach allowed the authors to examine how the topological domains and looping of chromosomes vary from cell to cell, at a scale of less than 100 kilobases, and to validate the chromosome structures by imaging.

Research Article1 April 1993free access Structure of the HMG box motif in the B-domain of HMG1. H.M. Weir H.M. Weir Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author P.J. Kraulis P.J. Kraulis Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author C.S. Hill C.S. Hill Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author A.R. Raine A.R. Raine Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author E.D. Laue E.D. Laue Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author J.O. Thomas J.O. Thomas Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author H.M. Weir H.M. Weir Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author P.J. Kraulis P.J. Kraulis Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author C.S. Hill C.S. Hill Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author A.R. Raine A.R. Raine Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author E.D. Laue E.D. Laue Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author J.O. Thomas J.O. Thomas Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. Search for more papers by this author Author Information H.M. Weir1, P.J. Kraulis1, C.S. Hill1, A.R. Raine1, E.D. Laue1 and J.O. Thomas1 1Department of Biochemistry, University of Cambridge, UK. The EMBO Journal (1993)12:1311-1319https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1993.tb05776.x PDFDownload PDF of article text and main figures. ToolsAdd to favoritesDownload CitationsTrack CitationsPermissions ShareFacebookTwitterLinked InMendeleyWechatReddit Figures & Info The conserved, abundant chromosomal protein HMG1 consists of two highly homologous, folded, basic DNA-binding domains, each of approximately 80 amino acid residues, and an acidic C-terminal tail. Each folded domain represents an ‘HMG box’, a sequence motif recently recognized in certain sequence-specific DNA-binding proteins and which also occurs in abundant HMG1-like proteins that bind to DNA without sequence specificity. The HMG box is defined by a set of highly conserved residues (most distinctively aromatic and basic) and appears to define a novel DNA-binding structural motif. We have expressed the HMG box region of the B-domain of rat HMG1 (residues 88–164 of the intact protein) in Escherichia coli and we describe here the determination of its structure by 2D 1H-NMR spectroscopy. There are three alpha-helices (residues 13–29, 34–48 and 50–74), which together account for approximately 75% of the total residues and contain many of the conserved basic and aromatic residues. Strikingly, the molecule is L-shaped, the angle of approximately 80 degrees between the two arms being defined by a cluster of conserved, predominantly aromatic, residues. The distinctive shape of the HMG box motif, which is distinct from hitherto characterized DNA-binding motifs, may be significant in relation to its recognition of four-way DNA junctions. Previous ArticleNext Article Volume 12Issue 41 April 1993In this issue RelatedDetailsLoading ...

The complex formation of copolymer of DADMAC-MA (N,N′-diallyl-N,N′-dimethylammonium chloride with maleic acid) and SDS (sodium dodecyl sulfate) were studied. Complexes self-assemble into dispersion of particles of polymer-surfactant complexes (PSC) in aqueous solutions, with a change in the concentration of NaCl and the amount of neutralized carboxyl groups of DADMAC-MA macromolecules by alkali. The DADMAC-MA/SDS complexes were characterized by spectroscopy (SEM, NMR, FT-IR, and UV), thermal analysis (TGA and DSC), and laser light scattering. The average particle sizes of PSC dispersions, depending on the composition of the reaction mixture and the neutralization degree of the DADMAC-MA carboxyl groups (f), vary in the range from 170 to 600 nm. The values of the critical concentration of SDS aggregation in the presence of DADMAC-MA are determined at different f. The possibility of influencing the phase transitions of the DADMAC-MA / SDS system by changing the ionic strength of the solution and the neutralization degree of DADMAC-MA carboxyl groups is shown. The ability of PSC particles to solubilize molecules of substances poorly soluble in water has been evaluated.

Enhancer-promoter dynamics are crucial for the spatiotemporal control of gene expression, but it remains unclear whether these dynamics are controlled by chromatin regulators, such as the nucleosome remodelling and deacetylase (NuRD) complex. The NuRD complex binds to all active enhancers to modulate transcription and here we use Hi-C experiments to show that it blurs TAD boundaries and increases the proximity of intermediate-range (~1 Mb) genomic sequences and enhancer-promoter interactions. To understand whether NuRD alters the dynamics of 3D genome structure, we developed an approach to segment and extract key biophysical parameters from 3D single-molecule trajectories of the NuRD complex determined using live-cell imaging. Unexpectedly, this revealed that the intact NuRD complex decompacts chromatin structure and makes NuRD-bound enhancers move faster, increasing the overall volume of the nucleus that these key regulatory regions explore. Interestingly, we also uncovered a rare fast-diffusing state of NuRD bound enhancers that exhibits directed motion. The NuRD complex reduces the amount of time that enhancers remain in this fast-diffusing state, which we propose might otherwise re-organise enhancer-promoter proximity. Thus, we uncover an intimate connection between a chromatin remodeller and the spatial dynamics of the local regions of the genome to which it binds.

ABSTRACT In mammals, chromatin marks at imprinted genes are asymmetrically inherited to control parentally-biased gene expression. This control is thought predominantly to involve parent-specific differentially methylated regions (DMR) in genomic DNA. However, neither parent-of-origin-specific transcription nor DMRs have been comprehensively mapped. We here address this by integrating transcriptomic and epigenomic approaches in mouse preimplantation embryos (blastocysts). Transcriptome-analysis identified 71 genes expressed with previously unknown parent-of-origin-specific expression in blastocysts (nBiX: novel blastocyst-imprinted expression). Uniparental expression of nBiX genes disappeared soon after implantation. Micro-whole-genome bisulfite sequencing (μWGBS) of individual uniparental blastocysts detected 859 DMRs. Only 18% of nBiXs were associated with a DMR, whereas 60% were associated with parentally-biased H3K27me3. This suggests a major role for Polycomb-mediated imprinting in blastocysts. Five nBiX-clusters contained at least one known imprinted gene, and five novel clusters contained exclusively nBiX-genes. These data suggest a complex program of stage-specific imprinting involving different tiers of regulation.

Summary Enhancers are genomic DNA sequences that bind transcription factors, chromatin regulators and non-coding transcripts to modulate the expression of target genes. They have been found to act from different locations relative to a gene and to modulate the activity of promoters up to ∼1 Mb away. Here we report the first 3D genome structures of single mouse ES cells as they are induced to exit pluripotency, transition through a formative stage and undergo neuroectodermal differentiation. In order to directly study how interactions between enhancers and promoters are reconfigured genome wide we have determined 3D structures of haploid cells using single cell Hi-C, where we can unambiguously map the contacts to particular chromosomes. We find that there is a remarkable reorganisation of 3D genome structure where inter-chromosomal intermingling increases dramatically in the formative state. This intermingling is associated with the formation of a large number of multiway hubs that bring together enhancers and promoters with similar chromatin states from typically 5-8 distant chromosomal sites that are often separated by many Mb from each other. Genes important for pluripotency exit establish contacts with emerging enhancers within multiway chromatin hubs as cells enter the formative state, consistent with these structural changes playing an important role in establishing new cell identities. Furthermore, we find that different multiway chromatin hubs, and thus different enhancer-promoter interactions, are formed in different individual cells. Our results suggest that studying genome structure in single cells will be important to identify key changes in enhancer-promoter interactions that occur as cells undergo developmental transitions.

General transcription factor TFIID is a key component of RNA polymerase II transcription initiation. Human TFIID is a megadalton-sized complex comprising TATA-binding protein (TBP) and 13 TBP-associated factors (TAFs). TBP binds to core promoter DNA, recognizing the TATA-box. We identified a ternary complex formed by TBP and the histone fold (HF) domain-containing TFIID subunits TAF11 and TAF13. We demonstrate that TAF11/TAF13 competes for TBP binding with TATA-box DNA, and also with the N-terminal domain of TAF1 previously implicated in TATA-box mimicry. In an integrative approach combining crystal coordinates, biochemical analyses and data from cross-linking mass-spectrometry (CLMS), we determine the architecture of the TAF11/TAF13/TBP complex, revealing TAF11/TAF13 interaction with the DNA binding surface of TBP. We identify a highly conserved C-terminal TBP-binding domain (CTID) in TAF13 which is essential for supporting cell growth. Our results thus have implications for cellular TFIID assembly and suggest a novel regulatory state for TFIID function.