Summary Complex gene regulatory networks ensure that important genes are expressed at precise levels. When gene expression is sufficiently perturbed it can lead to disease. To understand how gene expression disruptions percolate through a network, we must first map connections between regulatory genes and their downstream targets. However, we lack comprehensive knowledge of the upstream regulators of most genes. Here we developed an approach for systematic discovery of upstream regulators of critical immune factors – IL2RA, IL-2, and CTLA4 – in primary human T cells. Then, we mapped the network of these regulators’ target genes and enhancers using CRISPR perturbations, RNA-Seq, and ATAC-Seq. These regulators form densely interconnected networks with extensive feedback loops. Furthermore, this network is highly enriched for immune-associated disease variants and genes. These results provide insight into how immune-associated disease genes are regulated in T cells and broader principles about the structure of human gene regulatory networks. Highlights A systematic approach to identify upstream regulators of key immune genes in primary human cells Comprehensive RNA-Seq and ATAC-Seq perturbation maps after KO of individual discovered regulators Analysis uncovers a highly interconnected regulatory network of enhancers and genes in T cells This network is highly enriched for immune disease variants and genes shedding light on the trans-regulatory connections among key immune genes in health and disease

Abstract The pathways that regulate cytokine responses in T cells are disrupted in autoimmunity, immune deficiencies, and cancer, and include immunotherapy targets. Systematic discovery of cytokine regulators requires both loss-of-function and gain-of-function studies, which have been challenging in primary human cells. We now have accomplished genome-wide pooled CRISPR activation (CRISPRa) and CRISPR interference (CRISPRi) screens in primary human T cells to map gene networks controlling Interleukin-2 and Interferon-γ production. Arrayed CRISPRa confirmed key hits and enabled multiplexed T cell secretome characterization, revealing reshaped cytokine responses driven by individual regulators. CRISPRa uncovered genes not canonically expressed in T cells, including the transcription factor FOXQ1, whose overexpression promoted the expression of most cytokines, while selectively dampening T helper 2 (Th2) cytokines. Paired CRISPRa and CRISPRi screens reveal signaling components that tune critical immune cell functions, which could inform design of future immunotherapies.

Cis-regulatory elements (CREs) interact with trans regulators to orchestrate gene expression, but how transcriptional regulation is coordinated in multi-gene loci has not been experimentally defined. We sought to characterize the CREs controlling dynamic expression of the adjacent costimulatory genes CD28, CTLA4 and ICOS, encoding regulators of T cell-mediated immunity. Tiling CRISPR interference (CRISPRi) screens in primary human T cells, both conventional and regulatory subsets, uncovered gene-, cell subset- and stimulation-specific CREs. Integration with CRISPR knockout screens and assay for transposase-accessible chromatin with sequencing (ATAC-seq) profiling identified trans regulators influencing chromatin states at specific CRISPRi-responsive elements to control costimulatory gene expression. We then discovered a critical CCCTC-binding factor (CTCF) boundary that reinforces CRE interaction with CTLA4 while also preventing promiscuous activation of CD28. By systematically mapping CREs and associated trans regulators directly in primary human T cell subsets, this work overcomes longstanding experimental limitations to decode context-dependent gene regulatory programs in a complex, multi-gene locus critical to immune homeostasis.

Abstract E-CADHERIN is abundantly expressed in embryonic stem cells (ESCs) and plays an important role in the maintenance of cell-cell adhesions. However, the exact function of this molecule beyond cell adhesion, in the context of cell fate decisions is largely unknown. Using mouse ESCs (mESCs), we demonstrate that E-CADHERIN and β- CATENIN interact at the membrane and continue to do so upon internalization within the cell. Knockout of the gene encoding E-CADHERIN, Cdh1 , in mESCs resulted in a failure to form tight colonies, accompanied by altered expression of differentiation markers, and retention of pluripotency factor expression during differentiation. Interestingly, Cdh1 -/- mESCs showed a dramatic reduction in β-CATENIN levels. Transcriptional profiling of Cdh1 -/- mESCs displayed a significant alteration in the expression of a subset of β-CATENIN targets, in a cell-state dependent manner. While treatment with a pharmacological inhibitor against GSK3β could rescue levels of β-CATENIN in Cdh1 -/- mESCs, expression of downstream targets were altered in a context-dependent manner, indicating an additional layer of regulation within this subset. Together, our results reveal the existence of a cell-state-dependent regulation of β-CATENIN and its transcriptional targets in an E-CADHERIN dependent manner. Our findings hint at hitherto unknown roles played by E- CADHERIN in regulating the activity of β-CATENIN in ESCs. Significance Statement Are cell adhesions only responsible for maintaining tissue architecture, or do they also regulate cell fate decisions during early embryonic stages by modulating the output of specific signalling pathways? In this study, we study the role of E- CADHERIN, a crucial component of cell-cell adhesions in the context of mouse embryonic stem cells (mESCs). We find that E-CADHERIN regulates the stability and activity of β-CATENIN in mESCs through physical interactions. However, the loss of E-CADHERIN affected the expression of only a subset of downstream targets of β-CATENIN in a cell-state dependent manner. This study highlights a critical cross-talk between molecules involved in cell-cell adhesion and the underlying signalling network critical for establishing cell fate during early mammalian development.

The effects of genetic variation on complex traits act mainly through changes in gene regulation. Although many genetic variants have been linked to target genes in cis, the trans-regulatory cascade mediating their effects remains largely uncharacterized. Mapping trans-regulators based on natural genetic variation, including eQTL mapping, has been challenging due to small effects. Experimental perturbation approaches offer a complementary and powerful approach to mapping trans-regulators. We used CRISPR knockouts of 84 genes in primary CD4+ T cells to perturb an immune cell gene network, targeting both inborn error of immunity (IEI) disease transcription factors (TFs) and background TFs matched in constraint and expression level, but without a known immune disease association. We developed a novel Bayesian structure learning method called Linear Latent Causal Bayes (LLCB) to estimate the gene regulatory network from perturbation data and observed 211 directed edges among the genes which could not be detected in existing CD4+ trans-eQTL data. We used LLCB to characterize the differences between the IEI and background TFs, finding that the gene groups were highly interconnected, but that IEI TFs were much more likely to regulate immune cell specific pathways and immune GWAS genes. We further characterized nine coherent gene programs based on downstream effects of the TFs and linked these modules to regulation of GWAS genes, finding that canonical JAK-STAT family members are regulated by KMT2A, a global epigenetic regulator. These analyses reveal the trans-regulatory cascade from upstream epigenetic regulator to intermediate TFs to downstream effector cytokines and elucidate the logic linking immune GWAS genes to key signaling pathways.

Translation and mRNA degradation are intimately connected, yet the mechanisms that regulate them are not fully understood. Here we studied the link between translation and mRNA stability in embryonic stem cells (ESCs). Transcripts showed a wide range of stabilities, which correlated with their translation levels. The protein DHH1 links translation to mRNA stability in yeast; however loss of the mammalian homolog, DDX6, in ESCs did not disrupt the correlation across transcripts. Instead, the loss of DDX6 led to upregulated translation of microRNA targets, without concurrent changes in mRNA stability. The Ddx6 knockout cells were phenotypically and molecularly similar to cells lacking all microRNAs (Dgcr8 knockout ESCs). These data show that the loss of DDX6 can separate the two canonical functions of microRNAs: translational repression and transcript destabilization. Furthermore, these data uncover a central role for translational repression independent of transcript destabilization in defining the downstream consequences of microRNA loss.

Abstract CRISPR screens are powerful tools to identify key genes that underlie biological processes. One important type of screen uses fluorescence activated cell sorting (FACS) to sort perturbed cells into bins based on the expression level of marker genes, followed by guide RNA (gRNA) sequencing. Analysis of these data presents several statistical challenges due to multiple factors including the discrete nature of the bins and typically small numbers of replicate experiments. To address these challenges, we developed a robust and powerful Bayesian random effects model and software package called Waterbear. Furthermore, we used Waterbear to explore how various experimental design parameters affect statistical power to establish principled guidelines for future screens. Finally, we experimentally validated our experimental design model findings that, when using Waterbear for analysis, high power is maintained even at low cell coverage and a high multiplicity of infection. We anticipate that Waterbear will be of broad utility for analyzing FACS-based CRISPR screens.