We measured severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) RNA concentrations in primary sewage sludge in the New Haven, Connecticut, USA, metropolitan area during the Coronavirus Disease 2019 (COVID-19) outbreak in Spring 2020. SARS-CoV-2 RNA was detected throughout the more than 10-week study and, when adjusted for time lags, tracked the rise and fall of cases seen in SARS-CoV-2 clinical test results and local COVID-19 hospital admissions. Relative to these indicators, SARS-CoV-2 RNA concentrations in sludge were 0–2 d ahead of SARS-CoV-2 positive test results by date of specimen collection, 0–2 d ahead of the percentage of positive tests by date of specimen collection, 1–4 d ahead of local hospital admissions and 6–8 d ahead of SARS-CoV-2 positive test results by reporting date. Our data show the utility of viral RNA monitoring in municipal wastewater for SARS-CoV-2 infection surveillance at a population-wide level. In communities facing a delay between specimen collection and the reporting of test results, immediate wastewater results can provide considerable advance notice of infection dynamics. Testing sewage for the novel coronavirus reveals epidemiological trends.

How viruses evolve within hosts can dictate infection outcomes; however, reconstructing this process is challenging. We evaluate our multiplexed amplicon approach, PrimalSeq, to demonstrate how virus concentration, sequencing coverage, primer mismatches, and replicates influence the accuracy of measuring intrahost virus diversity. We develop an experimental protocol and computational tool, iVar, for using PrimalSeq to measure virus diversity using Illumina and compare the results to Oxford Nanopore sequencing. We demonstrate the utility of PrimalSeq by measuring Zika and West Nile virus diversity from varied sample types and show that the accumulation of genetic diversity is influenced by experimental and biological systems.

Mosquitoes rely on RNA interference (RNAi) as their primary defense against viral infections. To this end, the combination of RNAi and invertebrate cell culture systems has become an invaluable tool in studying virus-vector interactions. Nevertheless, a recent study failed to detect an active RNAi response to West Nile virus (WNV) infection in C6/36 (Aedes albopictus) cells, a mosquito cell line frequently used to study arthropod-borne viruses (arboviruses). Therefore, we sought to determine if WNV actively evades the host's RNAi response or if C6/36 cells have a dysfunctional RNAi pathway. C6/36 and Drosophila melanogaster S2 cells were infected with WNV (Flaviviridae), Sindbis virus (SINV, Togaviridae) and La Crosse virus (LACV, Bunyaviridae) and total RNA recovered from cell lysates. Small RNA (sRNA) libraries were constructed and subjected to high-throughput sequencing. In S2 cells, virus-derived small interfering RNAs (viRNAs) from all three viruses were predominantly 21 nt in length, a hallmark of the RNAi pathway. However, in C6/36 cells, viRNAs were primarily 17 nt in length from WNV infected cells and 26–27 nt in length in SINV and LACV infected cells. Furthermore, the origin (positive or negative viral strand) and distribution (position along viral genome) of S2 cell generated viRNA populations was consistent with previously published studies, but the profile of sRNAs isolated from C6/36 cells was altered. In total, these results suggest that C6/36 cells lack a functional antiviral RNAi response. These findings are analogous to the type-I interferon deficiency described in Vero (African green monkey kidney) cells and suggest that C6/36 cells may fail to accurately model mosquito-arbovirus interactions at the molecular level.

BackgroundScaling SARS-CoV-2 testing to meet demands of safe reopenings continues to be plagued by assay costs and supply chain shortages. In response, we developed SalivaDirect, which received Emergency Use Authorization (EUA) from the U.S. Food and Drug Administration (FDA).MethodsWe simplified our saliva-based diagnostic test by (1) not requiring collection tubes with preservatives, (2) replacing nucleic acid extraction with a simple enzymatic and heating step, and (3) testing specimens with a dualplex qRT-PCR assay. Moreover, we validated SalivaDirect with reagents and instruments from multiple vendors to minimize supply chain issues.FindingsFrom our hospital cohort, we show a high positive agreement (94%) between saliva tested with SalivaDirect and nasopharyngeal swabs tested with a commercial qRT-PCR kit. In partnership with the National Basketball Association (NBA) and National Basketball Players Association (NBPA), we tested 3,779 saliva specimens from healthy individuals and detected low rates of invalid (0.3%) and false-positive (<0.05%) results.ConclusionsWe demonstrate that saliva is a valid alternative to swabs for SARS-CoV-2 screening and that SalivaDirect can make large-scale testing more accessible and affordable. Uniquely, we can designate other laboratories to use our sensitive, flexible, and simplified platform under our EUA (https://publichealth.yale.edu/salivadirect/).FundingThis study was funded by the NBA and NBPA (N.D.G.), the Huffman Family Donor Advised Fund (N.D.G.), a Fast Grant from Emergent Ventures at the Mercatus Center at George Mason University (N.D.G.), the Yale Institute for Global Health (N.D.G.), and the Beatrice Kleinberg Neuwirth Fund (A.I.K.). C.B.F.V. is supported by NWO Rubicon 019.181EN.004.

Abstract The mosquito gut microbiome plays an important role in mosquito development and fitness, providing a promising avenue for novel mosquito control strategies. Here we present a method for rearing axenic (bacteria free) Aedes aegypti mosquitoes, which will greatly facilitate mechanistic studies documenting the structure and function of the microbiome. Through feeding sterilized larvae agar plugs containing attenuated Escherichia coli , mosquito development was observed in the absence of living bacteria. Axenic larvae were capable of full development into adults, which laid eggs that were subsequently hatched. However, axenic mosquitoes exhibited delayed development time and reduced egg clutch size in comparison to bacterially colonized mosquitoes. These findings suggest that mosquito development is not dependent on live bacteria, but their phenotype is modulated by the presence of microorganisms. This axenic system offers a new tool in which the mosquito microbiome can be systematically manipulated for a deeper understanding of microbiome host interactions.

Abstract The current RT-qPCR assay recommended for SARS-CoV-2 testing in the United States requires analysis of three genomic targets per sample: two viral and one host. To simplify testing and reduce the volume of required reagents, we developed a multiplex RT-qPCR assay to detect SARS-CoV-2 in a single reaction. We used existing N1, N2, and RP primer and probe sets by the CDC, but substituted fluorophores to allow multiplexing of the assay. The cycle threshold (Ct) values of our multiplex RT-qPCR were comparable to those obtained by the singleplex assay adapted for research purposes. Low copies (>500 copies / reaction) of SARS-CoV-2 RNA were consistently detected by the multiplex RT-qPCR. Our novel multiplex RT-qPCR improves upon current singleplex diagnostics by saving reagents, costs, time and labor.

Abstract Powassan virus is an emerging tick-borne virus of concern for public health, but very little is known about its transmission patterns and ecology. Here, we expanded the genomic dataset by sequencing 279 Powassan viruses isolated from Ixodes scapularis ticks from the northeastern United States. Our phylogeographic reconstructions revealed that Powassan virus lineage II was likely introduced or emerged from a relict population in the Northeast between 1940-1975. Sequences strongly clustered by sampling location, suggesting a highly focal geographical distribution. Our analyses further indicated that Powassan virus lineage II emerged in the northeastern U.S. mostly following a south to north pattern, with a weighted lineage dispersal velocity of ~3 km/year. Since the emergence in the Northeast, we found an overall increase in the effective population size of Powassan virus lineage II, but with growth stagnating during recent years. The cascading effect of population expansion of white-tailed deer and I. scapularis populations likely facilitated the emergence of Powassan virus in the northeastern U.S. Significance statement Our work provides important fundamental insights in the local transmission dynamics of an emerging tick-borne pathogen of public health concern. Without the availability of vaccines or specific treatments, prevention of Powassan virus infection is dependent on education and control. We identified that Powassan virus is maintained in highly localized transmission foci that have been maintained for several years, without introductions of new virus clades. This provides both opportunities for better education about high risk areas and effective targeted control in Powassan virus foci with a long lasting impact.

West Nile virus (WNV) is an arthropod-borne, positive-sense RNA virus that poses an increasing global threat due to warming climates and lack of effective therapeutics. Like other enzootic viruses, little is known about how host context affects the structure of the full-length RNA genome. Here, we report a complete secondary structure of the entire WNV genome within infected mammalian and arthropod cell lines. Our analysis affords structural insights into multiple, conserved aspects of flaviviral biology. We show that the WNV genome folds with minimal host dependence, and we prioritize well-folded regions for functional validation using structural homology between hosts as a guide. Using structure-disrupting, antisense locked nucleic acids, we then demonstrate that the WNV genome contains riboregulatory structures with conserved and host-specific functional roles. These results reveal promising RNA drug targets within flaviviral genomes, and they highlight the therapeutic potential of ASO-LNAs as both WNV-specific and pan-flaviviral therapeutic agents.

Mosquito-borne viruses cause more than 400 million annual infections and place over half of the world's population at risk. Despite this importance, the mechanisms by which arboviruses infect the mosquito host and disseminate to tissues required for transmission are not well understood. Here, we provide evidence that mosquito immune cells, known as hemocytes, play an integral role in the dissemination of dengue virus (DENV) and Zika virus (ZIKV) in the mosquito

How viruses evolves within hosts can dictate infection outcomes; however, accurately reconstructing this process is challenging from samples with low virus concentrations. We evaluated our highly multiplexed amplicon approach - PrimalSeq - to enrich for viral RNA and demonstrate how virus concentration, sequencing coverage depth, primer mismatches, and technical replicates influence the accuracy of measuring intrahost virus diversity. Using this data, we developed an open source experimental protocol and computational tool (iVar; github.com/andersen-lab/ivar) for using PrimalSeq to measure intrahost virus diversity using Illumina and compared the results to Oxford Nanopore sequencing. Furthermore, we demonstrate the utility of our approach by measuring Zika and West Nile virus diversity from varied sample types, and show that the accumulation of genetic diversity is heavily influenced by experimental and biological systems.