Commensal microbiota play a critical role in maintaining oral tolerance. The effect of food allergy on the gut microbial ecology remains unknown.We sought to establish the composition of the gut microbiota in experimental food allergy and its role in disease pathogenesis.Food allergy-prone mice with a gain-of-function mutation in the IL-4 receptor α chain (Il4raF709) and wild-type (WT) control animals were subjected to oral sensitization with chicken egg ovalbumin (OVA). Enforced tolerance was achieved by using allergen-specific regulatory T (Treg) cells. Community structure analysis of gut microbiota was performed by using a high-density 16S rDNA oligonucleotide microarrays (PhyloChip) and massively parallel pyrosequencing of 16S rDNA amplicons.OVA-sensitized Il4raF709 mice exhibited a specific microbiota signature characterized by coordinate changes in the abundance of taxa of several bacterial families, including the Lachnospiraceae, Lactobacillaceae, Rikenellaceae, and Porphyromonadaceae. This signature was not shared by similarly sensitized WT mice, which did not exhibit an OVA-induced allergic response. Treatment of OVA-sensitized Il4raF709 mice with OVA-specific Treg cells led to a distinct tolerance-associated signature coincident with the suppression of the allergic response. The microbiota of allergen-sensitized Il4raF709 mice differentially promoted OVA-specific IgE responses and anaphylaxis when reconstituted in WT germ-free mice.Mice with food allergy exhibit a specific gut microbiota signature capable of transmitting disease susceptibility and subject to reprogramming by enforced tolerance. Disease-associated microbiota may thus play a pathogenic role in food allergy.

Oral immunotherapy has had limited success in establishing tolerance in food allergy, reflecting failure to elicit an effective regulatory T (Treg) cell response. We show that disease-susceptible (Il4raF709) mice with enhanced interleukin-4 receptor (IL-4R) signaling exhibited STAT6-dependent impaired generation and function of mucosal allergen-specific Treg cells. This failure was associated with the acquisition by Treg cells of a T helper 2 (Th2)-cell-like phenotype, also found in peripheral-blood allergen-specific Treg cells of food-allergic children. Selective augmentation of IL-4R signaling in Treg cells induced their reprogramming into Th2-like cells and disease susceptibility, whereas Treg-cell-lineage-specific deletion of Il4 and Il13 was protective. IL-4R signaling impaired the capacity of Treg cells to suppress mast cell activation and expansion, which in turn drove Th2 cell reprogramming of Treg cells. Interruption of Th2 cell reprogramming of Treg cells might thus provide candidate therapeutic strategies in food allergy.

Multisystem Inflammatory Syndrome in Children (MIS-C), a hyperinflammatory syndrome associated with SARS-CoV-2 infection, shares many clinical features with toxic shock syndrome, which is triggered by bacterial superantigens. The superantigen specificity for binding different Vβ-chains results in Vβ-skewing, whereby T cells with specific Vβ-chains and diverse antigen specificity are overrepresented in the TCR repertoire. Here, we characterized the TCR repertoire of MIS-C patients and found a profound expansion of TCR Βeta Variable gene (TRBV)11-2. Furthermore, TRBV11-2 skewing was remarkably correlated with MIS-C severity and serum cytokine levels. Further analysis of TRBJ gene usage and CDR3 length distribution of MIS-C expanding TRBV11-2 clones revealed extensive junctional diversity, indicating a superantigen-mediated selection process for TRBV expansion. In silico modelling indicates that polyacidic residues in TCR Vβ11-2 engage in strong interactions with the superantigen-like motif of SARS-CoV-2 spike glycoprotein. Overall, our data indicate that the immune response in MIS-C is consistent with superantigenic activation.

ABSTRACT CD14 + monocytes, the predominant population in human blood, are primarily engaged in host defense and pro-inflammatory cytokine responses. Aberrant monocyte activity causes life-threatening cytokine storms, while dysfunctional monocytes lead to ’immunoparalysis.’ Understanding the mechanisms controlling monocyte functions is therefore paramount. Here, we reveal platelets’ vital role in human monocytes’ pro-inflammatory responses. Low platelet counts in immune thrombocytopenia (ITP) patients, or platelet depletion in healthy monocytes result in monocyte immunoparalysis, characterized by reduced pro-inflammatory gene expression and weakened cytokine responses to immune challenge. Remarkably, adding fresh platelets reverses monocyte immunoparalysis. In mice, thrombocytopenia results in down-regulation of myeloid innate immune genes, and compromised host defense transcriptional programs in monocytes despite normal responses to LPS. Platelets control monocyte cytokines independently of traditional cross-talk pathways, acting as reservoirs of transcription factors like NFκB and MAPK p38. We pinpointed megakaryocyte-derived NFκB2 transfer to human monocytes by mass spectrometry-based proteomics. Functionally, platelets proportionally restored impaired cytokine secretion in human monocytes lacking p38a and NFκB. We unveil the intercellular transfer of inflammatory regulators, positioning platelets as central checkpoints in monocyte-mediated inflammation. Key Points Platelets are essential to TLR and NLR cytokine responses of human monocytes, Immune thrombocytopenia leads to monocyte immunoparalysis; Platelet supplementation reverses monocyte immunoparalysis; Platelets transfer NFκB that reactivates cytokine production in genetically deficient monocytes.

In humans, blood Classical CD14

Abstract We recently discovered a superantigen-like motif, similar to Staphylococcal enterotoxin B (SEB), near the S1/S2 cleavage site of SARS-CoV-2 Spike protein, which might explain the multisystem-inflammatory syndrome (MIS-C) observed in children and cytokine storm in severe COVID-19 patients. We show here that an anti-SEB monoclonal antibody (mAb), 6D3, can bind this viral motif, and in particular its PRRA insert, to inhibit infection by blocking the access of host cell proteases, TMPRSS2 or furin, to the cleavage site. The high affinity of 6D3 for the furin-cleavage site originates from a poly-acidic segment at its heavy chain CDR2, a feature shared with SARS-CoV-2-neutralizing mAb 4A8. The affinity of 6D3 and 4A8 for this site points to their potential utility as therapeutics for treating COVID-19, MIS-C, or common cold caused by human coronaviruses (HCoVs) that possess a furin-like cleavage site.

SUMMARY Alterations in the intestinal microbiota contribute to the pathogenesis of various cardiovascular disorders, but how they affect the development of Kawasaki disease (KD), an acute pediatric vasculitis, remains unclear. We report that depleting the gut microbiota reduces the development of cardiovascular inflammation in a murine model mimicking KD vasculitis. The development of cardiovascular lesions was associated with alterations in the intestinal microbiota composition and, notably, a decreased abundance of Akkermansia muciniphila and Faecalibacterium prausnitzii. Oral supplementation with either of these live or pasteurized individual bacteria, or with short-chain fatty acids (SCFAs) produced by them, attenuated cardiovascular inflammation. Treatment with Amuc_1100, the TLR-2 signaling outer membrane protein from A. muciniphila , also decreased the severity of vascular inflammation. This study reveals an underappreciated gut microbiota-cardiovascular inflammation axis in KD vasculitis pathogenesis and identifies specific intestinal commensals that regulate vasculitis in mice by producing metabolites or via extracellular proteins acting on gut barrier function. IN BRIEF It remains unclear whether changes in the intestinal microbiota composition are involved in the development of cardiovascular lesions associated with Kawasaki disease (KD), an immune-mediated vasculitis. Jena et al. observe alterations in the intestinal microbiota composition of mice developing vasculitis, characterized by reduced A. muciniphila and F. prausnitzii . Oral supplementation with either of these bacteria, live or pasteurized, or with bacteria-produced short-chain fatty acids (SCFAs) or Amuc_1100, the TLR-2 signaling outer membrane protein of A. muciniphila , was sufficient to alleviate the development of cardiovascular lesions in mice by promoting intestinal barrier function. HIGHLIGHTS Absence or depletion of the microbiota decreases the severity of vasculitis in a murine model mimicking KD vasculitis. Supplementation of B. wadsworthia and B. fragilis promotes murine KD vasculitis. Decreased abundances of F. prausnitzii and A. muciniphila are associated with the development of cardiovascular lesions in mice. Supplementation with either live or pasteurized A. muciniphila and F. prausnitzii, or the TLR-2 signaling Amuc_1100, reduces the severity of vasculitis by promoting gut barrier function.

Objective: We have previously shown that Lactobacillus casei cell wall extract (LCWE)-induced Kawasaki disease (KD) vasculitis significantly accelerates atherosclerosis in hypercholesterolemic mice on high fat diet. IL-1 signaling is known to play a key role in both KD vasculitis and in the development of atherosclerosis. Here, we investigated the contribution of IL-1 signaling on vascular smooth muscle cells (VSMCs) in KD vasculitis-induced acceleration of atherosclerosis. Methods: Tamoxifen-inducible VSMC-specific IL-1 receptor ( Il1r1) knockout ( Myh11 Cre -ERT2 Il1r1 Δ/Δ ) mice and Il1r1 fl/fl littermate controls, all on ApoE -/- background, were injected with either PBS or LCWE. Following induction of KD vasculitis for 2 weeks, mice were fed a tamoxifen diet for 2 weeks to induce Il1r1 deletion on VSMCs, before being exposed to 8 weeks of Western diet to promote atherosclerosis. Results: KD vasculitis was associated with a significant acceleration of atherosclerosis, as expected. Myh11 Cre -ERT2 Il1r1 Δ/Δ mice had significantly diminished atherosclerotic plaque size, lipid composition, macrophage infiltration and necrotic core formation in aortic root as well as diminished lipid accumulation in aorta en face measurements compared with Il1r1 fl/fl control mice despite similar cholesterol levels. We also observed that Myh11 Cre -ERT2 Il1r1 Δ/Δ mice had significantly diminished endothelial adhesion molecules VCAM-1 and ICAM-1 expression in the lesion area and serum monocyte chemotaxis protein-1 (MCP-1) level compared with Il1r1 fl/fl control mice, consistent with the reduction of macrophage infiltration that we observed. Conclusions: Our results suggest an important pathophysiologic link between IL-1 signaling, specifically on VSMCs, and subsequent acceleration of atherosclerosis in hypercholesterolemic mice following KD vasculitis. Thus, further studies are warranted on the role of IL-1 signaling not only in acute KD, but also in the subsequent vascular remodeling and complications following acute KD vasculitis including atherosclerosis.

Kawasaki Disease (KD), a pediatric acute febrile systemic vasculitis, is the leading cause of acquired heart diseases in children. Coronary artery aneurysms (CAAs) occur in up to 25% of untreated children, which is reduced to 5% with intravenous immunoglobulin (IVIG) treatment. However, up to 20% of KD patients are refractory to IVIG and at higher risk of developing CAAs. This highlights the need to characterize the immune mechanisms mediating KD to develop more efficient therapies. IL-1β plays a key role in KD pathogenesis. IL-33, a member of the IL-1 cytokine family, is released upon inflammation and tissue damage and exerts its effects by binding to its receptor ST2 ( Il1rl1 ). Circulating levels of IL-33 are elevated in KD patients during the acute phase of the disease. However, if and how IL-33 contributes to cardiovascular lesion development in KD remains unknown. Using the Lactobacillus casei cell wall extract (LCWE) murine model of KD vasculitis, we observed increased Il33 mRNA expression in hearts and abdominal aorta aneurysms of LCWE-injected mice. While ST2 was detected by immunofluorescence in the hearts of both control and LCWE-injected mice, its expression was increased in the abdominal aortas of LCWE-injected mice. In contrast, IL-33 expression was only increased in inflamed cardiovascular tissues of LCWE-injected mice. Single-cell RNA-sequencing and flow cytometric analysis of abdominal aortas, as well as spatial transcriptomics of heart tissues from LCWE-injected mice, indicated that Il33 transcripts were expressed primarily by stromal cells, such as fibroblasts, endothelial cells, and vascular smooth muscle cells. On the other hand, Il1rl1 transcripts were highly expressed by tissue infiltrating immune cells, such as macrophages, eosinophils, and neutrophils. Blocking IL-33, using either Il33 -/- mice or an anti-IL-33 antibody, significantly attenuated LCWE-induced KD vasculitis. In vitro, IL-33 treatment of LCWE-stimulated bone marrow-derived macrophages boosted their IL-1β production. Overall, our results indicate that IL-33, produced by stromal cells, may promote LCWE-induced KD vasculitis by increasing the release of IL-1β by tissue infiltrating immune cells, and this axis could therapeutically be targeted in KD.