Histone variant H2AX phosphorylation in response to DNA damage is the major signal for recruitment of DNA-damage-response proteins to regions of damaged chromatin. Loss of H2AX causes radiosensitivity, genome instability, and DNA double-strand-break repair defects, yet the mechanisms underlying these phenotypes remain obscure. Here, we demonstrate that mammalian MDC1/NFBD1 directly binds to phospho-H2AX (γH2AX) by specifically interacting with the phosphoepitope at the γH2AX carboxyl terminus. Moreover, through a combination of biochemical, cell-biological, and X-ray crystallographic approaches, we reveal the molecular details of the MDC1/NFBD1-γH2AX complex. These data provide compelling evidence that the MDC1/NFBD1 BRCT repeat domain is the major mediator of γH2AX recognition following DNA damage. We further show that MDC1/NFBD1-γH2AX complex formation regulates H2AX phosphorylation and is required for normal radioresistance and efficient accumulation of DNA-damage-response proteins on damaged chromatin. Thus, binding of MDC1/NFBD1 to γH2AX plays a central role in the mammalian response to DNA damage.

Mdc1/NFBD1 controls cellular responses to DNA damage, in part via interacting with the Mre11–Rad50–Nbs1 complex that is involved in the recognition, signalling, and repair of DNA double‐strand breaks (DSBs). Here, we show that in live human cells, the transient interaction of Nbs1 with DSBs and its phosphorylation by ATM are Mdc1‐independent. However, ablation of Mdc1 by siRNA or mutation of the Nbs1's FHA domain required for Mdc1 binding reduced the affinity of Nbs1 for DSB‐flanking chromatin and caused aberrant pan‐nuclear dispersal of Nbs1. This occurred despite normal phosphorylation of H2AX, indicating that lack of Mdc1 does not impair this DSB‐induced chromatin change, but rather precludes the sustained engagement of Nbs1 with these regions. Mdc1 (but not Nbs1) became partially immobilized to chromatin after DSB generation, and siRNA‐mediated depletion of H2AX prevented such relocalization of Mdc1 and uncoupled Nbs1 from DSB‐flanking chromatin. Our data suggest that Mdc1 functions as an H2AX‐dependent interaction platform enabling a switch from transient, Mdc1‐independent recruitment of Nbs1 to DSBs towards sustained, Mdc1‐dependent interactions with the surrounding chromosomal microenvironment.

BRCA1/2 -mutated cancer cells must adapt to the genome instability caused by their deficiency in homologous recombination. Identifying and targeting these adaptive mechanisms may provide new therapeutic strategies. Here we present the results of genome-scale CRISPR/Cas9-based synthetic lethality screens in isogenic pairs of BRCA1- and BRCA2-deficient cells that identified the gene encoding CIP2A as essential in a wide range of BRCA1 - and BRCA2 -mutated cells. Unlike PARP inhibition, CIP2A-deficiency does not cause accumulation of replication-associated DNA lesions that require homologous recombination for their repair. CIP2A is cytoplasmic in interphase but, in mitosis, accumulates at DNA lesions as part of a complex with TOPBP1, a multifunctional genome stability factor. In BRCA-deficient cells, the CIP2A-TOPBP1 complex prevents lethal mis-segregation of acentric chromosomes that arises from impaired DNA synthesis. Finally, physical disruption of the CIP2A-TOPBP1 complex is highly deleterious in BRCA-deficient cells and tumors, indicating that targeting this mitotic chromosome stability process represents an attractive synthetic-lethal therapeutic strategy for BRCA1 - and BRCA2 -mutated cancers.

The accurate repair of DNA double-strand breaks (DSBs), highly toxic DNA lesions, is crucial for genome integrity and is tightly regulated during the cell cycle. In mitosis, cells inactivate DSB repair in favor of a tethering mechanism that stabilizes broken chromosomes until they are repaired in the subsequent cell cycle phases. How this is achieved mechanistically is not yet understood, but the adaptor protein TOPBP1 is critically implicated in this process. Here, we identify CIP2A as a TOPBP1-interacting protein that regulates TOPBP1 localization specifically in mitosis. Cells lacking CIP2A display increased micronuclei formation, DSB repair defects and chromosomal instability. CIP2A is actively exported from the cell nucleus in interphase but, upon nuclear envelope breakdown at the onset of mitosis, gains access to chromatin where it forms a complex with MDC1 and TOPBP1 to promote TOPBP1 recruitment to sites of mitotic DSBs. Collectively, our data uncover CIP2A-TOPBP1 as a mitosis-specific genome maintenance complex.

Abstract Engaging innate immune pathways is emerging as a productive way of achieving durable anti-tumor responses. However, systemic administration of these therapies can result in toxicity, deemed to be particularly problematic when combined with current standard-of-care cytotoxic treatments such as radiotherapy. Increasing the therapeutic window of radiotherapy may be achieved by using targeted therapies, however, few pre-clinical studies investigate both tumor and normal tissue responses in detail. Here we show that targeting innate immune receptor C5aR1 improves tumor radiation response while reducing radiation-induced normal tissue toxicity, thereby increasing the therapeutic window. Genetically or pharmacologically targeting C5aR1 increases both IL-10 expression in the small intestine and IL-10 secretion by tumor cells. Increased IL-10 attenuates RelA phosphorylation and increases apoptosis in tumor cells, leading to improved radiation responses in murine models. Of note, these radiosensitizing effects are tumor-specific since, in the gastrointestinal tract, targeting C5aR1 instead results in decreased crypt cell apoptosis reduced signs of histological damage and improved survival following total abdominal irradiation in mice. Furthermore, the potent and orally active C5aR1 inhibitor, PMX205, improves tumor radiation responses even in a context of reduced/absent CD8+ T cell infiltration. These data indicate that PMX205 can modulate cancer-cell intrinsic functions to potentiate anti-tumor radiation responses even in tumors displaying features of T-cell deficiency or exclusion. Finally, using a preclinical murine model allowing the simultaneous assessment of tumor and normal tissue radiation responses, we show that PMX205 treatment reduces histological and functional markers of small-bowel toxicity while affording a positive tumor response. Our data, therefore, suggest that targeting C5aR1 could be a promising approach for increasing the therapeutic window of radiotherapy.

Abstract An immunosuppressive microenvironment causes poor tumour T-cell infiltration and is associated with reduced patient overall survival in colorectal cancer. How to improve treatment responses in these tumours is still a challenge. Using an integrated screening approach to identify cancer-specific vulnerabilities, we identify complement receptor C5aR1 as a druggable target which when inhibited improves radiotherapy even in tumours displaying immunosuppressive features and poor CD8+ T-cell infiltration. While C5aR1 is well-known for its role in the immune compartment, we find that C5aR1 is also robustly expressed on malignant epithelial cells, highlighting potential tumour-cell specific functions. C5aR1 targeting results in increased NF-κB-dependent apoptosis specifically in tumours and not normal tissues; indicating that in malignant cells, C5aR1 primarily regulates cell fate. Collectively, these data reveal that increased complement gene expression is part of the stress response mounted by irradiated tumours and that targeting C5aR1 can improve radiotherapy even in tumours displaying immunosuppressive features.

Ubiquitylation is critically implicated in the recognition and repair of DNA double-strand breaks. The adaptor protein MDC1 mediates the recruitment of the key DNA damage responsive E3 ubiquitin ligase RNF8 to the break sites. It does so by directly interacting with RNF8 in a phosphorylation-dependent manner that involves the RNF8 FHA domain, thus initiating targeted chromatin ubiquitylation at the break sites. Here, we report that MDC1 also directly binds to two additional E3 ubiquitin ligases, Pellino1 and 2, which were recently implicated in the DNA damage response. Through a combination of biochemical, biophysical and X-ray crystallographic approaches, we reveal the molecular details of the MDC1-Pellino complexes. Furthermore, we show that in mammalian cells, MDC1 mediates Pellino recruitment to sites of DNA double-strand breaks by a direct phosphorylation-dependent interaction between the two proteins. Taken together, our findings provide new molecular insights into the ubiquitylation pathways that govern genome stability maintenance.