DNA is strictly compartmentalized within the nucleus to prevent autoimmunity; despite this, cyclic GMP-AMP synthase (cGAS), a cytosolic sensor of double-stranded DNA, is activated in autoinflammatory disorders and by DNA damage. Precisely how cellular DNA gains access to the cytoplasm remains to be determined. Here, we report that cGAS localizes to micronuclei arising from genome instability in a mouse model of monogenic autoinflammation, after exogenous DNA damage and spontaneously in human cancer cells. Such micronuclei occur after mis-segregation of DNA during cell division and consist of chromatin surrounded by its own nuclear membrane. Breakdown of the micronuclear envelope, a process associated with chromothripsis, leads to rapid accumulation of cGAS, providing a mechanism by which self-DNA becomes exposed to the cytosol. cGAS is activated by chromatin, and consistent with a mitotic origin, micronuclei formation and the proinflammatory response following DNA damage are cell-cycle dependent. By combining live-cell laser microdissection with single cell transcriptomics, we establish that interferon-stimulated gene expression is induced in micronucleated cells. We therefore conclude that micronuclei represent an important source of immunostimulatory DNA. As micronuclei formed from lagging chromosomes also activate this pathway, recognition of micronuclei by cGAS may act as a cell-intrinsic immune surveillance mechanism that detects a range of neoplasia-inducing processes.

How polycomb group proteins repress gene expression in vivo is not known. While histone-modifying activities of the polycomb repressive complexes (PRCs) have been studied extensively, in vitro data have suggested a direct activity of the PRC1 complex in compacting chromatin. Here, we investigate higher-order chromatin compaction of polycomb targets in vivo. We show that PRCs are required to maintain a compact chromatin state at Hox loci in embryonic stem cells (ESCs). There is specific decompaction in the absence of PRC2 or PRC1. This is due to a PRC1-like complex, since decompaction occurs in Ring1B null cells that still have PRC2-mediated H3K27 methylation. Moreover, we show that the ability of Ring1B to restore a compact chromatin state and to repress Hox gene expression is not dependent on its histone ubiquitination activity. We suggest that Ring1B-mediated chromatin compaction acts to directly limit transcription in vivo.

We present an analysis of chromatin fiber structure across the human genome. Compact and open chromatin fiber structures were separated by sucrose sedimentation and their distributions analyzed by hybridization to metaphase chromosomes and genomic microarrays. We show that compact chromatin fibers originate from some sites of heterochromatin (C-bands), and G-bands (euchromatin). Open chromatin fibers correlate with regions of highest gene density, but not with gene expression since inactive genes can be in domains of open chromatin, and active genes in regions of low gene density can be embedded in compact chromatin fibers. Moreover, we show that chromatin fiber structure impacts on further levels of chromatin condensation. Regions of open chromatin fibers are cytologically decondensed and have a distinctive nuclear organization. We suggest that domains of open chromatin may create an environment that facilitates transcriptional activation and could provide an evolutionary constraint to maintain clusters of genes together along chromosomes.

A genome-wide mapping approach of DNA supercoiling in cells demonstrates that the genome is organized in supercoiling domains. Domains are formed and remodeled by transcription and topoisomerase activity and are flanked by GC-AT boundaries and CTCF binding sites. DNA supercoiling impacts on higher levels of chromatin organization and 'underwound' domains correlate with transcriptional activity. DNA supercoiling is an inherent consequence of twisting DNA and is critical for regulating gene expression and DNA replication. However, DNA supercoiling at a genomic scale in human cells is uncharacterized. To map supercoiling, we used biotinylated trimethylpsoralen as a DNA structure probe to show that the human genome is organized into supercoiling domains. Domains are formed and remodeled by RNA polymerase and topoisomerase activities and are flanked by GC-AT boundaries and CTCF insulator protein–binding sites. Underwound domains are transcriptionally active and enriched in topoisomerase I, 'open' chromatin fibers and DNase I sites, but they are depleted of topoisomerase II. Furthermore, DNA supercoiling affects additional levels of chromatin compaction as underwound domains are cytologically decondensed, topologically constrained and decompacted by transcription of short RNAs. We suggest that supercoiling domains create a topological environment that facilitates gene activation, providing an evolutionary purpose for clustering genes along chromosomes.

SUMMARY Eukaryotic chromosomes compact during mitosis and meiosis into elongated cylinders – and not the spherical globules expected of self-attracting long flexible polymers. This process is mainly driven by condensin-like proteins. Here, we present Brownian-dynamics simulations involving two types of such proteins. The first anchors topologically-stable and long-lived chromatin loops to create bottlebrush structures. The second forms multivalent bridges between distant parts of these loops without entrapping them. We show bridging factors lead to the formation of shorter and stiffer mitotic-like cylinders, without requiring any energy input. These cylinders have several features matching experimental observations. For instance, the axial condensin backbone breaks up into clusters as found by microscopy, and cylinder elasticity qualitatively matches that seen in chromosome pulling experiments. Additionally, simulating global condensin depletion or local faulty condensin loading gives phenotypes in agreement with experiments, and provides a mechanistic model to understand mitotic chromatin structure at common fragile sites.

Cells coordinate interphase to mitosis transition but recurrent cytogenetic lesions appear at common fragile sites (CFSs) in a tissue-specific manner following replication stress, marking regions of instability in cancer. Despite such a distinct defect no model fully explains their molecular configuration. We show that CFSs are characterised by impaired chromatin folding manifested as disrupted mitotic structures visible using molecular FISH probes in the presence and absence of replication stress. Chromosome condensation assays reveal that compaction-resistant chromatin lesions persist at CFSs throughout the cell cycle and mitosis. Subsequently cytogenetic and molecular lesions arise due to faulty condensin loading at CFSs, through a defect in condensin I mediated compaction and are coincident with mitotic DNA synthesis (MIDAS). This model suggests that in conditions of exogenous replication stress, aberrant condensin loading leads to molecular defects and CFS formation, concomitantly providing an environment for MIDAS, which, if not resolved, result in chromosome instability.

Single-Molecule Localisation Microscopy (SMLM) allows the quantitative mapping of molecules at high resolution. However, understanding the non-random interaction of proteins requires the identification of more complex patterns than those typified by standard clustering tools. Here we introduce SuperStructure, a parameter-free algorithm to quantify structures made of inter-connected clusters, such as protein gels. SuperStructure works without a priori assumptions and is thus an ideal methodology for standardised analysis of SMLM data.

The discovery that overexpressing one or a few critical transcription factors can switch cell state suggests that gene regulatory networks are relatively simple. In contrast, genome-wide association studies (GWAS) point to complex phenotypes being determined by hundreds of loci that rarely encode transcription factors and which individually have small effects. Here, we use computer simulations and a simple fitting-free polymer model of chromosomes to show that spatial correlations arising from 3D genome organisation naturally lead to stochastic and bursty transcription plus complex small-world regulatory networks (where the transcriptional activity of each genomic region subtly affects almost all others). These effects require factors to be present at sub-saturating levels; increasing levels dramatically simplifies networks as more transcription units are pressed into use. Consequently, results from GWAS can be reconciled with those involving overexpression. We apply this pan-genomic model to predict patterns of transcriptional activity in whole human chromosomes, and, as an example, the effects of the deletion causing the diGeorge syndrome.

Abstract The organisation of chromatin is closely intertwined with biological activities of chromosome domains, including transcription and DNA replication status. Scaffold attachment factor A (SAF-A), also known as Heteronuclear Ribonucleoprotein Protein U (HNRNPU), contributes to the formation of open chromatin structure. Here we demonstrate that SAF-A promotes the normal progression of DNA replication, and enables resumption of replication after inhibition. We report that cells depleted for SAF-A show reduced origin licensing in G1 phase, and consequently reduced origin activation frequency in S phase. Replication forks progress slowly in cells depleted for SAF-A, also contributing to reduced DNA synthesis rate. Single-cell replication timing analysis revealed that the boundaries between early- and late-replicating domains are blurred in cells depleted for SAF-A. Associated with these defects, SAF-A-depleted cells show elevated γH2A phosphorylation and tend to enter quiescence. Overall we find that SAF-A protein promotes robust DNA replication to ensure continuing cell proliferation.

Abstract BRG1, the catalytic subunit of the mammalian SWI/SNF complexes, is essential for chromatin opening at enhancers. However, the nature of the open chromatin remains unclear. Here we show that in addition to producing histone-free DNA, BRG1 generates hemisome-like subnucleosomal particles containing the four core histones associated with 50-80 base pairs of DNA. Our genome-wide analysis indicates that BRG1 makes these particles by targeting and splitting fragile nucleosomes. In mouse embryonic stem cells, these subnucleosomes become an in vivo binding substrate for the master transcription factor OCT4 independently of the presence of OCT4 DNA motifs. At enhancers, the OCT4-subnucleosome interaction increases OCT4 occupancy and amplifies the genomic interval bound by OCT4 by up to one order of magnitude, compared to the region occupied on histone-free DNA. We suggest that BRG1-dependent subnucleosomes orchestrate an epigenetic mechanism that projects OCT4 function in chromatin opening beyond its DNA motifs.