Microtubule doublets (MTDs) are a well conserved compound microtubule structure found primarily in cilia. However, the mechanisms by which MTDs form and are maintained in vivo remain poorly understood. Here, we characterize microtubule-associated protein 9 (MAP9) as a novel MTD-associated protein. We demonstrate that C. elegans MAPH-9, a MAP9 homolog, is present during MTD assembly and localizes exclusively to MTDs, a preference that is in part mediated by tubulin polyglutamylation. Loss of MAPH-9 caused ultrastructural MTD defects, dysregulated axonemal motor velocity, and perturbed cilia function. As we found that the mammalian ortholog MAP9 localized to axonemes in cultured mammalian cells and mouse tissues, we propose that MAP9/MAPH-9 plays a conserved role in supporting the structure of axonemal MTDs and regulating ciliary motors.

Abstract The advance of CRISPR/Cas9 technology has enabled us easily to generate gene knockout cell lines by introducing insertion/deletion mutations (indels) at the target site via the error-prone non-homologous end joining repair system. Frameshift-promoting indels can disrupt gene functions by generation of a premature stop codon. However, there is growing evidence that targeted genes are not always knocked-out by the indel-based gene disruption. In this study, we established a pipeline of CRISPR-del, which induces a large chromosomal deletion by cutting two different target sites, to perform “complete” gene knockout efficiently in non-transformed human diploid RPE1 cells. By optimizing several procedures, the CRISPR-del pipeline allowed us to generate knockout cell lines harboring bi-allelic large chromosomal deletions in a high-throughput manner. Quantitative analyses show that the frequency of gene deletion with this approach is much higher than that of conventional CRISPR-del methods. The lengths of the deleted genomic regions demonstrated in this study are longer than those of 95% of the human protein-coding genes. Furthermore, the pipeline enables the generation of a model cell line having a bi-allelic cancer-associated chromosomal deletion. Overall, these data lead us to propose that the CRISPR-del pipeline is a high-throughput approach for performing “complete” gene knockout in RPE1 cells.

Abstract Recent advances in CRISPR technology have enabled us to perform gene knock-in in various species and cell lines. CRISPR-mediated knock-in requires donor DNA which serves as a template for homology-directed repair (HDR). For knock-in of short sequences or base substitutions, ssDNA donors are frequently used among various other forms of HDR donors, such as linear dsDNA. However, for insertion of long transgenes such as fluorescent reporters in human cells, the optimal type of HDR donors remains unclear. In this study, we established a simple and efficient CRISPR-mediated knock-in method for long transgenes using linear dsDNA and ssDNA donors, and systematically compared the performance of these two donors for endogenous gene tagging in human non-transformed diploid cells. Quantification using flow cytometry revealed higher efficiency of fluorescent tagging with dsDNA donors than with ssDNA. By analyzing knock-in outcomes using long-read amplicon sequencing and a classification framework, a variety of mis-integration events were detected regardless of the donor type. Importantly, the ratio of precise insertion was higher with dsDNA donors than with ssDNA. Moreover, in off-target integration analyses, dsDNA and ssDNA were comparably prone to non-homologous integration. These results indicate that ssDNA is not superior to dsDNA as long HDR donors for gene knock-in in human cells.

Abstract CRISPR-mediated endogenous tagging, utilizing the homology-directed repair (HDR) of DNA double-strand breaks (DSBs) with exogenously incorporated donor DNA, is a powerful tool in biological research. Inhibition of the non-homologous end joining (NHEJ) pathway has been proposed as a promising strategy for improving the low efficiency of accurate knock-in via the HDR pathway. However, the influence of alternative DSB repair pathways on gene knock-in remains to be fully explored. In this study, our long-read amplicon sequencing analysis reveals various patterns of imprecise repair in CRISPR/Cas-mediated knock-in, even under conditions where NHEJ is inhibited. Suppression of the microhomology-mediated end joining (MMEJ) or the single strand annealing (SSA) repair mechanisms leads to a reduction in distinct patterns of imprecise repair, thereby elevating the efficiency of accurate knock-in. Furthermore, a novel reporter system shows that the SSA pathway contributes to a specific pattern of imprecise repair, known as asymmetric HDR. Collectively, our study uncovers the involvement of multiple DSB repair pathways in CRISPR/Cas-mediated gene knock-in and proposes alternative approaches to enhance the efficiency of precise gene knock-in.

Elongator is a tRNA-modifying complex that regulates the fidelity of protein translation. Recently, a moonlighting function of Elongator has been identified in regulating polarization of the microtubule cytoskeleton during asymmetric cell division. Elongator induces symmetry breaking of the anaphase midzone by selectively stabilizing microtubules on one side of the spindle. This polarizes the segregation of signalling endosomes containing cell-fate determinants to only one daughter cell, thus contributing to cell fate determination. Here, we unravelled the molecular mechanism by which Elongator controls microtubule dynamics. Elongator binds simultaneously to the tip of microtubules and also to free GTP-tubulin heterodimers via their C-terminal tails. Elongator thereby locally increases tubulin concentration at microtubule ends, which stabilizes microtubules by increasing their growth speed and decreasing their catastrophe rate. We show that the Elp123 and Elp456 subcomplexes bind to microtubules and free tubulin heterodimers, respectively, and that these activities must be coupled for Elongator to stabilize microtubules. Surprisingly, we found that Elp456 has strong selectivity towards polyglutamylated tubulin dimers. Hence, microtubules assembled by Elongator become selectively enriched with polyglutamylated tubulin. Therefore, Elongator can rewrite the tubulin code of growing microtubules, placing it at the core of cytoskeletal dynamics and polarization during asymmetric cell division.