SUMMARY Regulatory systems that maintain prophage quiescence integrate phage and host gene expression with environmental conditions 1,2 . In the opportunistic bacterial pathogen Pseudomonas aeruginosa , Pf filamentous bacteriophages play critical roles in biofilm formation and virulence 3-5 , but mechanisms governing Pf prophage activation in biofilms are largely unknown. Here, we report a new type of prophage regulatory module in a widely-distributed P. aeruginosa lineage that not only controls virion production of co-resident Pf prophages, but also mediates defense against diverse lytic phages. By comparing two lineages of the prototype P. aeruginosa strain PAO1 that harbor different Pf prophages, we identified a prophage-encoded kinase-kinase-phosphatase (KKP) system that controls Pf production in biofilms. KKP components exhibit dynamic stoichiometry, where high kinase levels in planktonic conditions maintain phosphorylation of the host H-NS protein MvaU, repressing prophage activation. During biofilm formation, phosphatase expression is heightened, leading to MvaU dephosphorylation and alleviating repression of prophage gene expression. KKP clusters are present in hundreds of diverse temperate prophages and other mobile elements across Gram-negative bacteria. Characterization of KKP modules from different species revealed that, in addition to regulating Pf phage lysogeny, KKP functions as a tripartite toxin-antitoxin system that mediates host defense from predatory lytic phages. KKP represents a new phosphorylation-based mechanism for prophage regulation and for phage defense. The dual function of this module raises the question of whether other newly described phage defense systems 6-9 also regulate intrinsic prophage biology in diverse hosts.

ABSTRACT Both fermentative and respiratory processes contribute to bacterial metabolic adaptations to low oxygen tension (hypoxia). In the absence of O 2 as a respiratory electron sink, many bacteria utilize alternative electron acceptors such as nitrate (NO 3 − ). During canonical NO 3 − respiration, NO 3 − is reduced in a stepwise manner to N 2 by a dedicated set of reductases. Vibrio cholerae, the etiological agent of cholera, only requires a single periplasmic NO 3 − reductase (NapA) to undergo NO 3 − respiration, suggesting that the pathogen possesses a non-canonical NO 3 − respiratory chain. Here, we used complementary transposon-based screens to identify genetic determinants of general hypoxic growth and NO 3 − respiration in V. cholerae . We found that while the V. cholerae NO 3 − respiratory chain is primarily composed of homologues of established NO 3 − respiratory genes, it also includes components previously unlinked to this process, such as the Na+-NADH dehydrogenase Nqr. The ethanol-generating enzyme AdhE was shown to be the principal fermentative branch required during hypoxic growth in V. cholerae . Relative to single adhE or napA mutant strains, a V. cholerae strain lacking both genes exhibited severely impaired hypoxic growth in vitro and in vivo. Our findings reveal the genetic bases for interactions between disparate energy production pathways that support pathogen fitness in shifting conditions. Such metabolic specializations in V. cholerae and other pathogens are potential targets for antimicrobial interventions. IMPORTANCE Bacteria reprogram their metabolism in environments with low oxygen levels (hypoxia). Typically, this occurs via regulation of two major, but largely independent, metabolic pathways-fermentation and respiration. Here, we found that the diarrheal pathogen Vibrio cholerae has a respiratory chain for NO 3 − that consists largely of components found in other NO 3 − respiratory systems, but also contains several proteins not previously linked to this process. Both AdhE-dependent fermentation and NO 3 − respiration were required for efficient pathogen growth in both laboratory conditions and in an animal infection model. These observations provide genetic evidence for fermentative-respiratory interactions and identify metabolic vulnerabilities that may be targetable for new antimicrobial agents in V. cholerae and related pathogens.

Summary Cholera was absent from Haiti until an inadvertent introduction by United Nations security forces in October 2010. The ensuing epidemic sickened 820,000 and caused 9,792 reported deaths 1 . The last cholera case in Haiti was recorded in January 2019, and in February 2022, Haiti was declared to have eliminated cholera 2 . In late September of 2022, a new outbreak began in Port-au-Prince and rapidly expanded to 964 suspected cases by mid-October of which 115 were confirmed by culture. 3 Here, we present genomic and phenotypic analysis of the Vibrio cholerae isolated from a stool sample collected on September 30th, 2022 of an index case – a 10-year-old girl who presented with watery diarrhea and severe dehydration – to address the origins of the epidemic.

Abstract The mucin Muc2 is a major constituent of the mucus layer that covers the intestinal epithelium and creates a barrier between epithelial cells and luminal commensal or pathogenic microorganisms. The Gram-positive food-borne pathogen Listeria monocytogenes can cause enteritis and also disseminate from the intestine to give rise to systemic disease. L. monocytogenes can bind to intestinal Muc2, but the influence of the Muc2 mucin barrier on L. monocytogenes intestinal colonization and systemic dissemination has not been explored. Here, we used an orogastric L. monocytogenes infection model to investigate the role of Muc2 in host defense against L. monocytogenes . Compared to wild-type mice, we found that Muc2 -/- mice exhibited heightened susceptibility to orogastric challenge with L. monocytogenes , with higher mortality, elevated colonic pathology, and increased pathogen burdens in both the intestinal tract and distal organs. In contrast, L. monocytogenes burdens were equivalent in wild-type and Muc2 -/- animals when the pathogen was administered intraperitoneally, suggesting that systemic immune defects do not explain the heightened pathogen dissemination observed with oral infection route. Using a barcoded L. monocytogenes library to measure intra-host pathogen population dynamics, we found that Muc2 -/- animals had larger pathogen founding population sizes in the intestine and distal sites than observed in wild-type animals. Comparisons of barcode frequencies revealed that, in the absence of Muc2, the colon becomes the major source for seeding the internal organs. Together, our findings reveal that Muc2 limits L. monocytogenes dissemination from the intestinal tract and modulates its population dynamics during infection.

Abstract An essential function of the liver is the formation of bile. This aqueous solution is critical for fat absorption and is transported to the duodenum via the common bile duct. Despite extensive studies of bile salts, other components of bile are less well-charted. Here, we characterized the murine bile metabolome and investigated how the microbiota and enteric infection influence bile composition. We discovered that the bile metabolome is not only substantially more complex than appreciated but is dynamic and responsive to the microbiota and enteric infection. Hepatic transcriptomics identified enteric infection-triggered pathways that likely underlie bile remodeling. Enteric infections stimulated elevation of four dicarboxylates in bile that modulated intestinal gut epithelial and microbiota composition, inflammasome activation, and host defense. Our data suggest that enteric infection-associated signals are relayed between the intestine and liver and induce transcriptional programs that shape the bile metabolome, modifying bile’s immunomodulatory and host defense functions.

Abstract Enterohemorrhagic Escherichia coli O157:H7 (EHEC) is an important food-borne pathogen that colonizes the colon. Transposon-insertion sequencing (TIS) was used to identify genes required for EHEC and commensal E. coli K-12 growth in vitro and for EHEC growth in vivo in the infant rabbit colon. Surprisingly, many conserved loci contribute to EHEC’s but not to K-12’s growth in vitro, suggesting that gene acquisition during EHEC evolution has heightened the pathogen’s reliance on certain metabolic processes that are dispensable for K-12. There was a restrictive bottleneck for EHEC colonization of the rabbit colon, which complicated identification of EHEC genes facilitating growth in vivo. Both a refined version of an existing analytic framework as well as PCA-based analysis were used to compensate for the effects of the infection bottleneck. These analyses confirmed that the EHEC LEE-encoded type III secretion apparatus is required for growth in vivo and revealed that only a few effectors are critical for in vivo fitness. Numerous mutants not previously associated with EHEC survival/growth in vivo also appeared attenuated in vivo, and a subset of these putative in vivo fitness factors were validated. Some were found to contribute to efficient type-three secretion while others, including tatABC, oxyR, envC, acrAB , and cvpA , promote EHEC resistance to host-derived stresses encountered in vivo. cvpA , which is also required for intestinal growth of several other enteric pathogens, proved to be required for EHEC, Vibrio cholerae and Vibrio parahaemolyticus resistance to the bile salt deoxycholate. Collectively, our findings provide a comprehensive framework for understanding EHEC growth in the intestine. Author Summary Enterohemorrhagic E. coli (EHEC) are important food-borne pathogens that infect the colon. We created a highly saturated EHEC transposon library and used transposon insertion sequencing to identify the genes required for EHEC growth in vitro and in vivo in the infant rabbit colon. We found that there is a large infection bottleneck in the rabbit model of intestinal colonization, and refined two analytic approaches to facilitate rigorous identification of new EHEC genes that promote fitness in vivo. Besides the known type III secretion system, more than 200 additional genes were found to contribute to EHEC survival and/or growth within the intestine. The requirement for some of these new in vivo fitness factors was confirmed, and their contributions to infection were investigated. This set of genes should be of considerable value for future studies elucidating the processes that enable the pathogen to proliferate in vivo and for design of new therapeutics.

Microbes form complex and dynamic ecosystems that play key roles in the health of the animals and plants with which they are associated. Such ecosystems are often represented by a directed, signed and weighted ecological network, where nodes represent microbial taxa and edges represent ecological interactions. Inferring the underlying ecological networks of microbial communities is a necessary step towards understanding their assembly rules and predicting their dynamical response to external stimuli. However, current methods for inferring such networks require assuming a particular population dynamics model, which is typically not known a priori. Moreover, those methods require fitting longitudinal abundance data, which is not readily available, and often does not contain the variation that is necessary for reliable inference. To overcome these limitations, here we develop a new method to map the ecological networks of microbial communities using steady-state data. Our method can qualitatively infer the inter-taxa interaction types or signs (positive, negative or neutral) without assuming any particular population dynamics model. Additionally, when the population dynamics is assumed to follow the classic Generalized Lotka-Volterra model, our method can quantitatively infer the inter-taxa interaction strengths and intrinsic growth rates. We systematically validate our method using simulated data, and then apply it to four experimental datasets of microbial communities. Our method offers a novel framework to infer microbial interactions and reconstruct ecological networks, and represents a key step towards reliable modeling of complex, real-world microbial communities, such as the human gut microbiota.

Many bacteria are resistant to killing (''tolerant'') by typically bactericidal antibiotics due to their ability to counteract drug-induced cell damage. Vibrio cholerae, the cholera agent, displays an unusually high tolerance to diverse inhibitors of cell wall synthesis. Exposure to these agents, which in other bacteria leads to lysis and death, results in a breakdown of the cell wall and subsequent sphere formation in V. cholerae. Spheres readily recover to rod-shaped cells upon antibiotic removal, but the mechanisms mediating the recovery process are not well-characterized. Here, we found that the mechanisms of recovery are dependent on environmental conditions. Interestingly, on agarose pads, spheres undergo characteristic stages during the restoration of rod shape. Drug inhibition and microscopy experiments suggest that class A Penicillin Binding Proteins (aPBPs) play a more active role than the Rod system, especially early in sphere recovery. TnSeq analyses revealed that LPS and cell wall biogenesis genes as well as the sigma E cell envelope stress response were particularly critical for recovery. LPS core and O-antigen appear to be more critical for sphere formation/integrity and viability than Lipid A modifications. Overall, our findings demonstrate that the outer membrane is a key contributor to beta lactam tolerance and suggest a role for aPBPs in cell wall biogenesis in the absence of rod-shape cues. Factors required for post-antibiotic recovery could serve as targets for antibiotic adjuvants that enhance the efficacy of antibiotics that inhibit cell wall biogenesis.

Summary Post-transcriptional RNA editing modulates gene expression in a condition-dependent fashion. We recently discovered C-to-Ψ editing in Vibrio cholerae tRNA. Here, we characterize the biogenesis, regulation, and functions of this previously undescribed RNA editing process. We show that an enzyme, TrcP, mediates the editing of C-to-U followed by the conversion of U to Ψ, consecutively. AlphaFold-2 predicts that TrcP consists of two globular domains, including a novel cytidine deaminase and a pseudouridylase, along with a long helical domain. The latter domain tethers tRNA substrates during both the C-to-U editing and pseudouridylation, likely enabling a substrate channeling mechanism for efficient catalysis all the way to the terminal product. C-to-Ψ editing both requires and suppresses other modifications, creating an interdependent network of modifications in the tRNA anticodon loop that facilitates coupling of tRNA modification states to iron availability. Our findings provide mechanistic insights into an RNA editing process that likely promotes environmental adaptation.

Abstract Shiga toxin-producing E. coli (STEC) can give rise to a range of clinical outcomes from diarrhea to the life-threatening systemic condition, hemolytic uremic syndrome (HUS). Although STEC O157:H7 is the serotype most frequently associated with HUS, a major outbreak of HUS occurred in 2011 in Germany, and was caused by a rare serotype, STEC O104:H4. Prior to 2011 and since the outbreak, STEC O104:H4 strains have only rarely been associated with human infections. From 2012 to 2020 intensified STEC surveillance was performed in Germany where subtyping of ∼8,000 clinical isolates by molecular methods including whole genome sequencing was carried out. A rare STEC serotype O181:H4 associated with HUS was identified and, like the STEC O104:H4 outbreak strain, this strain belongs to sequence type (ST) 678. Genomic and virulence comparisons revealed that the two strains are phylogenetically related and differ principally in the gene cluster encoding their respective lipopolysaccharide O-antigens but exhibit similar virulence phenotypes. In addition, five other serotypes belonging to ST678 from human clinical infection, such as OX13:H4, O127:H4, OgN-RKI9:H4, O131:H4, and O69:H4, were identified from diverse locations worldwide. Importance Our data suggest the high virulence ensemble of the STEC O104:H4 outbreak strain remains a global threat because genomically similar strains cause disease worldwide, but that horizontal acquisition of O-antigen gene clusters has diversified the O-antigens of strains belonging to ST678. Thus, identification of these highly pathogenic strains is masked by diverse and rare O-antigens, thereby confounding the interpretation of their potential risk.