The deformability of double helical DNA is critical for its packaging in the cell, recognition by other molecules, and transient opening during biochemically important processes. Here, a complete set of sequence-dependent empirical energy functions suitable for describing such behavior is extracted from the fluctuations and correlations of structural parameters in DNA–protein crystal complexes. These elastic functions provide useful stereochemical measures of the local base step movements operative in sequence-specific recognition and protein-induced deformations. In particular, the pyrimidine-purine dimers stand out as the most variable steps in the DNA–protein complexes, apparently acting as flexible “hinges” fitting the duplex to the protein surface. In addition to the angular parameters widely used to describe DNA deformations (i.e., the bend and twist angles), the translational parameters describing the displacements of base pairs along and across the helical axis are analyzed. The observed correlations of base pair bending and shearing motions are important for nonplanar folding of DNA in nucleosomes and other nucleoprotein complexes. The knowledge-based energies also offer realistic three-dimensional models for the study of long DNA polymers at the global level, incorporating structural features beyond the scope of conventional elastic rod treatments and adding a new dimension to literal analyses of genomic sequences.

The observed sequence dependence of the mean twist angles in 38B-DNA crystal structures can be understood in terms of simple geometrical features of the constituent base-pairs. Structures with low twist appear to unwind in response to severe steric clashes of large exocyclic groups (such as NH2—NH2) in the major and minor grooves, while those with high twist are subjected to lesser contacts (H—O and H—H). We offer a simple clash function that depends on base-pair morphology (i.e. the chemical constitution of base-pairs) and satisfactorily accounts for the twist angles of the ten common Watson-Crick dimer steps both in the solid state and in solution. The twist-clash correlation that we find here still holds when extended to modified bases. In addition to Calladine's purine-purine clashes, we add other close contacts between bases in the grooves, and consider the conformational restrictions on the geometry of the sugar-phosphate backbone (namely, we emphasize the tendency of DNA to conserve virtual backbone length). The significance of this finding is threefold: (1) sequence-dependent DNA twisting is directly involved in protein–DNA interactions; (2) strong correlation betweenTwistandRollhelps to elucidate the bending of the double helix as a function of base sequence; (3) it is possible to anticipate the effects of chemical modifications on twisting and bending. The mutual correlations of other structural parameters with the twist make this angle a primary determinant of DNA conformational heterogeneity.

ABSTRACT Histone deacetylase inhibitors (HDACis) are part of a growing class of epigenetic therapies used for the treatment of cancer. While elevated levels of the efflux pump P-gp are associated with in vitro resistance to romidepsin, this mechanism does not translate to the clinic. We developed a romidepsin-resistant cell line with a resistance mechanism independent of P-gp function that acts upstream of the deacetylation process. We found that expression of the methyltransferase METTL7A is necessary for resistance, and that expression of METTL7A in naïve cells can drive resistance to thiol-containing HDACis. We demonstrate that METTL7A can methylate romidesin in vitro and that the ability of METTL7A to drive resistance to thiol-containing HDACis can be blocked by the methyltransferase inhibitor DCMB. Our data supports a model whereby exposure of cells to romidepsin selects for upregulation of the methyltransferase METTL7A, which in turn modifies the zinc-binding thiol, inactivating the drug.

Satb1 is a genome organizer that regulates multiple cellular and developmental processes. It is not yet clear how Satb1 selects different sets of targets throughout the genome. We used live-cell single molecule imaging and deep sequencing to assess determinants of Satb1 binding-site selectivity. We found that Satb1 preferentially targets nucleosome-dense regions and can directly bind consensus motifs within nucleosomes. Some genomic regions harbor multiple regularly spaced Satb1 binding motifs (typical separation ~1 turn of the DNA helix), characterized by highly cooperative binding. The Satb1 homeodomain is dispensable for high-affinity binding but is essential for specificity. Finally, Satb1⇔DNA interactions are mechanosensitive: increasing negative torsional stress in DNA enhances Satb1 binding and Satb1 stabilizes base unpairing regions (BURs) against melting by molecular machines. The ability of Satb1 to control diverse biological programs may reflect its ability to combinatorially use multiple site selection criteria.

We discuss various models of spatial organization of the 30-nm fiber that remains enigmatic despite 40 years of intensive studies. Using computer simulations, we found two topologically different families of the fiber conformations distinguished by the linker length, L: the fibers with L = {10n} and {10n+5} bp have DNA linking numbers per nucleosome ΔLk ≈ -1.5 and -1.0, respectively. The fibers with ΔLk ≈ -1.5 were observed earlier, while the topoisomer with ΔLk ≈ -1.0 is novel. These predictions were confirmed for circular nucleosome arrays with precisely positioned nucleosomes. We suggest that topological polymorphism of chromatin fibers may play a role in the process of transcription, which is known to generate different levels of DNA supercoiling upstream and downstream from RNA polymerase. In particular, the {10n+5} DNA linkers are likely to produce transcriptionally competent chromatin structures. This hypothesis is consistent with available data for several eukaryotes, from yeast to human. We also analyzed two recent studies of chromatin fibers -- on the nucleosome crosslinking in vitro, and on radioprobing DNA folding in human cells. In both cases, we show that the novel topoisomer with ΔLk ≈ -1.0 has to be taken into account to interpret experimental data. This is yet another evidence for occurrence of two distinct fiber topoisomers. Potentially, our findings may reflect a general tendency of chromosomal domains with different levels of transcription to retain topologically different higher-order structures.

In eukaryotic chromatin, DNA makes about 1.7 left superhelical turns around an octamer of core histones implying that formation of nucleosomes would alter the overall topology of DNA by a comparable difference of the DNA linking number (dLk) per nucleosome. However, earlier experiments have documented a significantly (about 50%) lower absolute value |dLk| than expected from the nucleosome geometry. Recently, using computer modeling, we have predicted two families of energetically stable conformations of the arrays with precisely positioned nucleosomes, one with an integer number of DNA turns in the linker DNA {L = 10n} and the other with extra five base pairs in the linker {L = 10n + 5}, to be topologically different. Here, using arrays of precisely positioned clone 601 nucleosomes, topological electrophoretic assays, and electron microscopy we experimentally tested these predictions. First, for small 12-mer nucleosome circular arrays we observed that dLk per nucleosome changes from -1.4 to -0.9 for the linkers {L = 10n} and {L = 10n + 5}, respectively. Second, for larger hybrid arrays containing a mixture of positioned and non positioned nucleosomes we found that changing the DNA linker length within the positioned arrays was sufficient to significantly alter the overall DNA topology fully consistent with our prediction. The observed topological polymorphism of the circular nucleosome arrays provides a simple explanation for the DNA topology in native chromatin with variable DNA linker length. Furthermore, our results may reflect a more general tendency of chromosomal domains containing active or repressed genes to acquire different nucleosome spacing to retain topologically distinct higher-order structures.

Nucleosome repositioning in cancer is believed to cause many changes in genome organisation and gene expression. Understanding these changes is important to elucidate fundamental aspects of cancer. It is also important for medical diagnostics based on cell-free DNA (cfDNA), which originates from genomic DNA regions protected from digestion by nucleosomes. Here we have generated high resolution nucleosome maps in paired tumour and normal tissues from the same breast cancer patients using MNase-assisted histone H3 ChIP-seq and compared them with the corresponding cfDNA from blood plasma. This analysis has detected single-nucleosome repositioning at key regulatory regions in a patient-specific manner and common cancer-specific patterns across patients. The nucleosomes gained in tumour versus normal tissue were particularly informative of cancer pathways, with ~20-fold enrichment at CpG islands, a large fraction of which marked promoters of genes encoding DNA-binding proteins. In addition, tumour tissues were characterised by a 5-10 bp decrease in the average distance between nucleosomes (nucleosome repeat length, NRL), which is qualitatively similar to the differences between pluripotent and differentiated cells. These effects were correlated with gene activity, DNA sequence repeats abundance, differential DNA methylation and binding of linker histone variants H1.4 and H1X. Our findings provide a new mechanistic understanding of nucleosome repositioning in tumour tissues that can be valuable for patient stratification and monitoring using liquid biopsies.

The precise mechanisms governing sequence-dependent positioning of nucleosomes on DNA remain unknown in detail. Existing algorithms, taking into account the sequence-dependent deformability of DNA and its interactions with the histone globular domains, predict rotational setting of only 65% of human nucleosomes mapped in vivo. To uncover novel factors responsible for the nucleosome positioning, we analyzed potential involvement of the histone N-tails in this process. To this aim, we reconstituted the H2A/H4 N-tailless nucleosomes on human BRCA1 DNA (~100 kb) and compared their positions and sequences with those of the wild-type nucleosomes. In the case of H2A tailless nucleosomes, the AT content of DNA sequences is changed locally at superhelical location (SHL) +/-4, while maintaining the same rotational setting as their wild-type counterparts. Conversely, the H4 tailless nucleosomes display widespread changes of the AT content near SHL +/-1 and SHL +/-2, where the H4 N-tails interact with DNA. Furthermore, a substantial number of H4 tailless nucleosomes exhibit rotational setting opposite to that of the wild-type nucleosomes. Thus, our findings strongly suggest that the histone N-tails are operative in selection of nucleosome positions, which may have wide ranging implications for epigenetic modulation of chromatin states.

The tumor suppressor protein p53 interacts with DNA in a sequence-dependent manner. Thousands of p53 binding sites have been mapped genome-wide in normal and cancer cells. However, the way p53 selectively binds its cognate sites in different types of cells is not fully understood. Here, we performed a comprehensive analysis of 25 published p53 cistromes and identified 3,551 and 6,039 high-confidence binding sites in normal and cancer cells, respectively. Our analysis revealed two distinct epigenetic features underlying p53-DNA interactions in vivo. First, p53 binding sites are associated with transcriptionally active histone marks (H3K4me3 and H3K36me3) in normal-cell chromatin, but with repressive histone marks (H3K27me3) in cancer-cell chromatin. Second, p53 binding sites in cancer cells are characterized by a lower level of DNA methylation than their counterparts in normal cells, probably related to global hypomethylation in cancers. Intriguingly, regardless of the cell type, p53 sites are highly enriched in the endogenous retroviral elements of the ERV1 family, highlighting the importance of this repeat family in shaping the transcriptional network of p53. Moreover, the p53 sites exhibit an unusual combination of chromatin patterns: high nucleosome occupancy and, at the same time, high sensitivity to DNase I. Our results suggest that p53 can access its target sites in a chromatin environment that is non-permissive to most DNA-binding transcription factors, which may allow p53 to act as a pioneer transcription factor in the context of chromatin.

The CCCTC-binding factor (CTCF) organises the genome in 3D through DNA loops and in 1D by setting boundaries isolating different chromatin states, but these processes are not well understood. Here we focus on the relationship between CTCF binding and the decrease of the Nucleosome Repeat Length (NRL) for ∼20 adjacent nucleosomes, affecting up to 10% of the mouse genome. We found that the chromatin boundary near CTCF is created by the nucleosome-depleted region (NDR) asymmetrically located >40 nucleotides 5’-upstream from the centre of CTCF motif. The strength of CTCF binding to DNA is correlated with the decrease of NRL near CTCF and anti-correlated with the level of asymmetry of the nucleosome array. Individual chromatin remodellers have different contributions, with Snf2h having the strongest effect on the NRL decrease near CTCF and Chd4 playing a major role in the symmetry breaking. Upon differentiation of embryonic stem cells to neural progenitor cells and embryonic fibroblasts, a subset of common CTCF sites preserved in all three cell types maintains a relatively small local NRL despite genome-wide NRL increase. The sites which lost CTCF upon differentiation are characterised by nucleosome rearrangement 3’-downstream, but the boundary defined by the NDR 5’-upstream of CTCF motif remains.