Molecular motor-driven cargo must navigate a complex intracellular environment, which is often crowded, heterogeneous and fluctuating, to fulfill their diverse functions in a cell. To meet these challenges, most cargo display qualitatively similar transport behavior, that is, random switching between states of diffusive “jiggling” movement (off-state) and states of directed “runs” (on-state). The physical picture of this 2-state motion and their regulation in a cell are not well understood. Here, by using single-particle tracking and motion-states dissection, we present a statistical analysis of the 2-state motion of epidermal growth factor receptor (EGFR)-endosomes in living cells. From a thorough analysis of a large volume of EGFR-endosome trajectories, we reveal that their lifetime in both states feature an exponential distribution with its probability density function (PDF)-amplitude varied by more than three decades. We show that their characteristic time, on-state probability, velocity and off-state diffusion coefficient are spatially regulated, and are probably contributed by the endoplasmic reticulum (ER) network via its spatially varying membrane densities and interactions with the cargo. We further propose a 2-state transport model to describe the complex, spatially varying transport dynamics of EGFR-endosomes in a cell. Our findings suggest that the ER network may play an essential role in constructing a cellular-level free-energy landscape Δ G ( r ) to spatially guide cargo transport.

SUMMARY The recently developed single-molecule pulldown (SiMPull) assay by Jain and colleagues is a highly innovative technique but its wide application is hindered by the high technical barrier and time consumption. We report an innovative, agarose microbead-based approach for SiMPull. We used commercially available, pre-surface-functionalized agarose microbeads to capture the protein of interest together with its binding partners specifically from cell extracts and observed these interactions under a microscope at the single-molecule level. Relative to the original method, microbead-based SiMPull is considerably faster, easier to use, and more reproducible and yet provides similar sensitivity and signal-to-noise ratio; specifically, with the new method, sample-preparation time is substantially decreased (from ∼10 to ∼3 h). These crucial features should facilitate wide application of powerful and versatile SiMPull in common biological and clinical laboratories. Notably, by exploiting the simplicity and ultrahigh sensitivity of microbead-based SiMPull, we used this method in the study of rare auditory hair cells for the first time.

Abstract Investigation of cell-to-cell variability holds critical physiological and clinical implications. Thus, numerous new techniques have been developed for studying cell-to-cell variability, and these single-cell techniques can also be used to investigate rare cells. Moreover, for studying protein-protein interactions (PPIs) in single cells, several techniques have been developed based on the principle of the single-molecule pulldown (SiMPull) assay. However, the applicability of these single-cell SiMPull (sc-SiMPull) techniques is limited because of their high technical barrier and special requirements for target cells and molecules. Here, we report a highly innovative nanobead-based approach for sc-SiMPull that is based on our recently developed microbead-based, improved version of SiMPull for cell populations. In our sc-SiMPull method, single cells are captured in microwells and lysed in situ, after which commercially available, pre-surface-functionalized magnetic nanobeads are placed in the microwells to specifically capture proteins of interest together with their binding partners from cell extracts; subsequently, the PPIs are examined under a microscope at the single-molecule level. Relative to previously published methods, nanobead-based sc-SiMPull is considerably faster, easier to use, more reproducible, and more versatile for distinct cell types and protein molecules, and yet provides similar sensitivity and signal-to-background ratio. These crucial features should enable universal application of our method to the study of PPIs in single cells. Statement of Significance Heterogeneity between single cells holds critical physiological and clinical implications. Characterization of protein-protein interactions (PPIs) and identification of the interacting partners of a specific protein are critical for elucidating the function and regulation of the protein. However, the applicability of the currently available techniques for studying PPIs in single cells is limited by their high technical barrier and special requirements for cell/proteins types. Our single-cell single-molecule pulldown (sc-SiMPull) assay in this study is not only substantially simpler and faster than existing sc-SiMPull methods, but also considerably more widely applicable—to all cell types and to both soluble and transmembrane proteins. These two crucial features should enable universal application of our method to the study of PPIs in single cells.

ABSTRACT Cochlear and vestibular hair cells in the inner ear are highly specialized sensory receptors for sound waves and acceleration of body movements; these cells can perform their specialized functions because of their distinctive morphology and some unique organelles that they harbor. Here, we report a serendipitous identification in the mouse of a hair-cell-specific organelle, which we name “apicosome.” The apicosome was recognized by anti-FLRT1 antibodies but contains no FLRT1, and the organelle presents several distinctive characteristics: (1) the apicosome typically appears as a single entity (∼500 nm in diameter), but occasionally as two entities, in hair cells; (2) it first appears in the subapical region at the neural side at embryonic day (E) 17–18 in cochlear hair cells, subsequently descends to the perinuclear region during the first postnatal week, and completely disappears around postnatal day (P) 10; (3) in vestibular hair cells, it can be detected in the subapical region of neonatal (P3) cells and persists in adult hair cells although it becomes smaller and more distant from the subapical region; (4) the timing of apicosome translocation and disappearance during development is correlated in kinocilium maintenance; (5) the organelle is potentially associated with microtubules; and (6) the appearance of the apicosome is irregular in supernumerary hair cells and this is likely linked to anomalous lateral inhibition. Thus, our study identifies a previously undescribed organelle in sensory hair cells and lays the foundation for further characterization of this specialized structure potentially linked to hair-cell development and morphogenesis.