Abstract A serious public health crisis is currently unfolding due to the SARS-CoV-2 pandemic. SARS-CoV-2 viral entry depends on an interaction between the receptor binding domain of the trimeric viral Spike protein (Spike-RBD) and the dimeric human angiotensin converting enzyme 2 (ACE2) receptor. While it is clear that strategies to block the Spike/ACE2 interaction are promising as anti-SARS-CoV-2 therapeutics, our current understanding is insufficient for the rational design of maximally effective therapeutic molecules. Here, we investigated the mechanism of Spike/ACE2 interaction by characterizing the binding affinity and kinetics of different multimeric forms of recombinant ACE2 and Spike-RBD domain. We also engineered ACE2 into a split Nanoluciferase-based reporter system to probe the conformational landscape of Spike-RBDs in the context of the Spike trimer. Interestingly, a dimeric form of ACE2, but not monomeric ACE2, binds with high affinity to Spike and blocks viral entry in pseudotyped virus and live SARS-CoV-2 virus neutralization assays. We show that dimeric ACE2 interacts with an RBD on Spike with limited intra-Spike avidity, which nonetheless contributes to the affinity of this interaction. Additionally, we demonstrate that a proportion of Spike can simultaneously interact with multiple ACE2 dimers, indicating that more than one RBD domain in a Spike trimer can adopt an ACE2-accessible “up” conformation. Our findings have significant implications on the design strategies of therapeutic molecules that block the Spike/ACE2 interaction. The constructs we describe are freely available to the research community as molecular tools to further our understanding of SARS-CoV-2 biology.

An essential mechanism for SARS-CoV-1 and -2 infection begins with the viral spike protein binding to the human receptor protein angiotensin-converting enzyme II (ACE2). Here we describe a stepwise engineering approach to generate a set of affinity optimized, enzymatically inactivated ACE2 variants that potently block SARS-CoV-2 infection of cells. These optimized receptor traps tightly bind the receptor binding domain (RBD) of the viral spike protein and prevent entry into host cells. We first computationally designed the ACE2-RBD interface using a two-stage flexible protein backbone design process that improved affinity for the RBD by up to 12-fold. These designed receptor variants were affinity matured an additional 14-fold by random mutagenesis and selection using yeast surface display. The highest affinity variant contained seven amino acid changes and bound to the RBD 170-fold more tightly than wild-type ACE2. With the addition of the natural ACE2 collectrin domain and fusion to a human Fc domain for increased stabilization and avidity, the most optimal ACE2 receptor traps neutralized SARS-CoV-2 pseudotyped lentivirus and authentic SARS-CoV-2 virus with half-maximal inhibitory concentrations (IC50) in the 10-100 ng/ml range. Engineered ACE2 receptor traps offer a promising route to fighting infections by SARS-CoV-2 and other ACE2-utilizing coronaviruses, with the key advantage that viral resistance would also likely impair viral entry. Moreover, such traps can be predesigned for viruses with known entry receptors for faster therapeutic response without the need for neutralizing antibodies isolated or generated from convalescent patients.

Neutralizing agents against SARS-CoV-2 are urgently needed for treatment and prophylaxis of COVID-19. Here, we present a strategy to rapidly identify and assemble synthetic human variable heavy (VH) domain binders with high affinity toward neutralizing epitopes without the need for high-resolution structural information. We constructed a VH-phage library and targeted a known neutralizing site, the angiotensin-converting enzyme 2 (ACE2) binding interface of the trimeric SARS-CoV-2 Spike receptor-binding domain (Spike-RBD). Using a masked selection approach, we identified 85 unique VH binders to two non-overlapping epitopes within the ACE2 binding site on Spike-RBD. This enabled us to systematically link these VH domains into multivalent and bi-paratopic formats. These multivalent and bi-paratopic VH constructs showed a marked increase in affinity to Spike (up to 600-fold) and neutralization potency (up to 1400-fold) on pseudotyped SARS-CoV-2 virus when compared to the standalone VH domains. The most potent binder, a trivalent VH, neutralized authentic SARS-CoV-2 with half-minimal inhibitory concentration (IC

Abstract A central challenge for any therapeutic is targeting diseased over normal cells. Proteolysis is frequently upregulated in disease and can generate proteoforms with unique neo-epitopes. We hypothesize that targeting proteolytic neo-epitopes can enable more effective and safer treatments, reflecting a conditional layer of disease-specific regulation. Here, we characterized the precise proteolytic isoforms of CUB domain containing protein 1 (CDCP1), a protein overexpressed and specifically cleaved in RAS-driven cancers. We validated that the N-terminal and C-terminal fragments of CDCP1 remain associated after proteolysis in vitro and on the surface of pancreatic cancer cells. Using a differential phage display strategy, we generated exquisitely selective recombinant antibodies that target cells harboring cleaved CDCP1 and not the full-length form using antibody-drug conjugates or a bi-specific T-cell engagers. We show tumor-specific localization and anti-tumor activity in a syngeneic pancreatic tumor model having superior safety profiles compared to a pan-CDCP1-targeting antibody. Our studies show proteolytic neo-epitopes can provide an orthogonal “AND” gate for disease-specific targeting. One-Sentence Summary Antibody-based targeting of neo-epitopes generated by disease-associated proteolysis improves the therapeutic index

Abstract Background Despite advancements in cancer immunotherapy, solid tumors remain formidable challenges. In glioma, profound inter-and intra-tumoral heterogeneity of antigen landscape hampers therapeutic development. Therefore, it is critical to consider alternative sources to expand the repertoire of targetable (neo-)antigens and improve therapeutic outcomes. Accumulating evidence suggests that tumor-specific alternative splicing (AS) could be an untapped reservoir of neoantigens. Results In this study, we investigated tumor-specific AS events in glioma, focusing on those predicted to generate major histocompatibility complex (MHC)-presentation-independent, cell-surface neoantigens that could be targeted by antibodies and chimeric antigen receptor (CAR)-T cells. We systematically analyzed bulk RNA-sequencing datasets comparing 429 tumor samples (from The Cancer Genome Atlas [TCGA]) and 9,166 normal tissue samples (from the Genotype-Tissue Expression project [GTEx]), and identified 13 AS events in 7 genes predicted to be expressed in more than 10% of the patients, including PTPRZ1 and BCAN , which were corroborated by an external RNA-sequencing dataset. Subsequently, we validated our predictions and elucidated the complexity of the isoforms using full-length transcript amplicon sequencing on patient-derived glioblastoma cells. However, analyses of the RNA-sequencing datasets of spatially mapped and longitudinally collected clinical tumor samples unveiled remarkable spatiotemporal heterogeneity of the candidate AS events. Furthermore, proteomics analysis did not reveal any peptide spectra matching the putative neoantigens. Conclusions Our investigation illustrated the diverse characteristics of the tumor-specific AS events and the challenges of antigen exploration due to their notable spatiotemporal heterogeneity and elusive nature at the protein levels. Redirecting future efforts toward intracellular, MHC-presented antigens could offer a more viable avenue.

Abstract Infusion of regulatory T cells (Tregs) engineered with a chimeric antigen receptor (CAR) targeting donor-derived human leukocyte antigen (HLA) is a promising strategy to promote transplant tolerance. Here, we describe an anti-HLA-A2 CAR (A2-CAR) generated by grafting the complementarity-determining regions (CDRs) of a human monoclonal anti-HLA-A2 antibody into the framework regions of the Herceptin 4D5 single-chain variable fragment and fusing it with a CD28-ζ signaling domain. The CDR-grafted A2-CAR maintained the specificity of the original antibody. We then generated HLA-A2 mono-specific human CAR Tregs either by deleting the endogenous T-cell receptor (TCR) via CRISPR/Cas9 and introducing the A2-CAR using lentiviral transduction or by directly integrating the CAR construct into the TCR alpha constant locus using homology-directed repair. These A2-CAR + TCR deficient human Tregs maintained both Treg phenotype and function in vitro . Moreover, they selectively accumulated in HLA-A2-expressing islets transplanted from either HLA-A2 transgenic mice or deceased human donors. A2-CAR + TCR deficient Tregs did not impair the function of these HLA-A2 + islets, whereas similarly engineered A2-CAR + TCR deficient CD4 + conventional T cells rejected the islets in less than 2 weeks. A2-CAR + TCR deficient Tregs delayed graft-versus-host disease only in the presence of HLA-A2, expressed either by co-transferred peripheral blood mononuclear cells or by the recipient mice. Altogether, we demonstrate that genome-engineered mono-antigen-specific A2-CAR Tregs localize to HLA-A2-expressing grafts and exhibit antigen-dependent in vivo suppression, independent of TCR expression. These approaches may be applied towards developing precision Treg cell therapies for transplant tolerance.

Abstract Proteolysis is a major post-translational regulator of biology both inside and outside of cells. Broad identification of optimal cleavage sites and natural substrates of proteases is critical for drug discovery and to understand protease biology. Here we present a method that employs two genetically encoded substrate phage display libraries coupled with next generation sequencing (SPD-NGS) that allows up to 10,000-fold deeper sequence coverage of the typical 6 to 8 residue protease cleavage sites compared to state-of-the-art synthetic peptide libraries or proteomics. We applied SPD-NGS to two classes of proteases, the intracellular caspases 2, 3, 6, 7 and 8, and the ectodomains of the membrane sheddases, ADAMs 10 and 17. The first library (Lib 10AA) was used to determine substrate cleavage motifs. Lib 10AA contains a highly diverse randomized 10-mer substrate peptide sequences (10 9 unique members) that was displayed mono-valently on filamentous phage and bound to magnetic beads via an N-terminal biotin. The protease was allowed to cleave the SPD beads, and the released phage subjected to up to three total rounds of positive selection followed by next generation sequencing (NGS). This allowed us to identify from 10 4 to 10 5 unique cleavage sites over a 1000-fold dynamic range of NGS counts (ranging from 3-4000), and produced consensus and optimal cleavage motifs based positional sequencing scoring matrices that closely matched synthetic peptide data. A second SPD-NGS library (Lib hP) was constructed that allowed us to identify candidate human proteome sequences. Lib hP displayed virtually the entire human proteome tiled in contiguous 49AA sequences with 25AA overlaps (nearly 1 million members). After three rounds of positive selection we identified up to 10 4 natural linear cut sites depending on the protease and captured most of the examples previously identified by proteomics (ranging from 30 to 1500) and predicted 10 to 100-fold more. Structural bioinformatics was used to facilitate the identification of candidate natural protein substrates. SPD-NGS is rapid, reproducible, simple to perform and analyze, inexpensive, renewable, with unprecedented depth of coverage for substrate sequences. SPD-NGS is an important tool for protease biologists interested protease specificity for specific assays and inhibitors and to facilitate identification of natural protein substrates.

Abstract Purpose Radioligand therapy (RLT) is relatively unexplored in metastatic castration resistant prostate cancer (mCRPC), with much of the focus having been on bone seeking radionuclides and PSMA-directed RLT. Herein, we evaluated if CUB domain containing protein 1 (CDCP1) can be exploited to treat mCRPC with RLT, particularly for subsets like small cell neuroendocrine prostate cancer (SCNC) that would not be expected to respond to current options. Experimental Design CDCP1 mRNA levels were evaluated in the RNA-seq data from 119 recent mCRPC biopsies. Protein expression was assessed in twelve SCNC and adenocarcinoma patient derived xenografts. Saturation binding assays were performed with 4A06, a recombinant human antibody that targets the CDCP1 ectodomain. The feasibility of imaging and treating mCRPC in vivo was tested with 89 Zr-4A06 and 177 Lu-4A06. Results CDCP1 mRNA expression was observed in over 90% of mCRPC biopsies, including SCNC and in adenocarcinoma with low FOLH1 (PSMA) levels. A modest anticorrelation was observed between CDCP1 and PTEN . Overall survival was not significantly different based on CDCP1 mRNA levels, regardless of PTEN status. Full length and/or cleaved CDCP1 was expressed in ten of twelve PDX samples. Bmax values of ~22,000 and ~6,200 fmol/mg were calculated for two human prostate cancer cell lines. Five prostate cancer models were readily detected in vivo with 89 Zr-4A06. 177 Lu-4A06 significantly suppressed the growth of DU145 tumors compared to control. Conclusions The antitumor data and the overexpression of CDCP1 reported herein provide the first evidence promoting CDCP1 directed RLT as a treatment strategy for mCRPC. Statement of Translational Relevance New targets for RLT are needed to address the subset of mCRPC that cannot be treated with bone seeking radionuclides or PSMA directed RLT. We report herein the first data credentialing CDCP1 as a target for mCRPC, in both adenocarcinoma and neuroendocrine subtypes. Combined with low expression in normal human tissues, these data provide a compelling scientific rationale for testing CDCP1 directed RLT clinically in mCRPC patients alone or in combination with other systemic therapies.

Acute myeloid leukemia (AML) is a heterogenous disease of abnormal hematopoietic differentiation with aberrant epigenetic alterations widely treated with azacitidine (AZA), a DNA methyltransferase inhibitor. To identify potential cell surface therapeutic targets for use in combination with AZA, we determined the effects of AZA treatment on four AML cell lines representing different stages of differentiation on three omics levels: the DNA methylome, the transcriptome, and the cell surface proteome. Untreated AML cell lines showed substantial overlap in their methylomes, transcriptomes, and cell surface proteomes. AZA treatment globally reduced DNA methylation in all cell lines, but changes in the transcriptome and surface proteome were subtle and differed among the cell lines. Transcriptome analysis identified five commonly up-regulated coding genes upon AZA treatment in all four cell lines, with TRPM4 being the only gene encoding a surface protein. Gene Set Enrichment Analysis (GSEA) of differentially-regulated RNA and surface proteins showed a decrease in metabolism pathways and an increase in immune defense response pathways, indicating a convergence of gene and protein regulation to common functional outcomes. Given the heterogeneous response of AZA in the four cell lines, we discuss potential therapeutic strategies in combination with AZA.

Loss of the TSC1/TSC2 complex leads to constitutively high mTORC1 signaling; however, pharmacological inhibition of mTORC1 in this setting produces a broad spectrum of clinical responses. We report herein several cell surface proteins upregulated by inactivation of TSC1 that present therapeutic alternatives or adjuvants to direct mTORC1 inhibition. A proteomics screen revealed that TSC1 loss most dramatically induced the expression of neprilysin (NEP/CD10) and aminopeptidase N (APN/CD13). The survival of TSC1 null human cancer cells was dependent on NEP expression, and TSC1 mutation sensitized cells to biochemical inhibition of APN. Remarkably, NEP and APN upregulation occurred via a TSC2- and mTORC1-independent mechanism; therefore, the antiproliferative effects of mTORC1 inhibition could be augmented by co-suppression of APN activity.